Les macrophages résidents TREM2hi protègent le cœur septique en maintenant l'homéostasie des cardiomyocytes

Nature Metabolism volume 5, pages 129–146 (2023)Citer cet article

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La cardiomyopathie induite par le sepsis (SICM) est fréquente chez les patients septiques avec une mortalité élevée et se caractérise par une réponse immunitaire anormale. En raison de l'hétérogénéité cellulaire, comprendre les rôles des sous-ensembles de cellules immunitaires dans le SICM a été difficile. Ici, nous identifions une sous-population unique de macrophages résidents cardiaques appelée CD163 + RETNLA + (Mac1), qui subit un auto-renouvellement pendant la septicémie et peut être ciblée pour prévenir la SICM. En combinant le séquençage d'ARN unicellulaire avec la cartographie du destin dans un modèle murin de septicémie, nous démontrons que la sous-population Mac1 a des signatures transcriptomiques distinctes enrichies en endocytose et affiche une expression élevée de TREM2 (TREM2hi). Les cellules TREM2hi Mac1 récupèrent activement les mitochondries dysfonctionnelles éjectées par les cardiomyocytes. Le déficit en Trem2 dans les macrophages altère la capacité d'auto-renouvellement de la sous-population Mac1 et entraîne par conséquent une élimination défectueuse des mitochondries endommagées, une réponse inflammatoire excessive dans le tissu cardiaque, une dysfonction cardiaque exacerbée et une diminution de la survie. Notamment, l'administration intrapéricardique de cellules TREM2hi Mac1 empêche la SICM. Nos résultats suggèrent que la modulation des cellules TREM2hi Mac1 pourrait servir de stratégie thérapeutique pour le SICM.

La septicémie affecte environ 49 millions de personnes et cause plus de 11 millions de décès dans le monde chaque année1,2. La majorité des patients atteints de septicémie présentent une fonction cardiaque aberrante, généralement appelée SICM3. En tant que contributeur important au dysfonctionnement des organes, le SICM se caractérise par une fraction d'éjection (FE) réduite et est associé à une mortalité élevée chez les patients. Il convient de noter qu'un dysfonctionnement myocardique transitoirement réversible est également observé dans la SICM, suggérant que l'homéostasie cardiaque peut être restaurée après le stress septique4,5,6 ; cependant, les mécanismes facilitant la rééducation cardiaque au cours du sepsis ne sont pas totalement élucidés.

Les cellules immunitaires jouent un rôle vital dans la régulation de l'homéostasie tissulaire après une lésion cardiaque7. Dans le tissu cardiaque, les macrophages sont des cellules immunitaires dominantes, qui sont très hétérogènes et dont la lignée est diversifiée8,9,10. Au cours de la dernière décennie, les macrophages dérivés de la moelle osseuse (circulants) ont été considérés comme les seuls phagocytes primaires, qui sont impliqués, par exemple, dans la cicatrisation et l'homéostasie du tissu cardiaque11 ; cependant, de nouvelles preuves indiquent que les macrophages résidents cardiaques (CRM) jouent un rôle fondamental dans l'élimination des cellules nécrotiques et des débris, la promotion de l'angiogenèse, la restriction de l'inflammation et le remodelage tissulaire pendant le processus de lésion cardiaque, qui sont indépendants des macrophages circulants10,12, 13. Très récemment, une étude a montré que les CRM éliminaient les mitochondries en décomposition éjectées par les cardiomyocytes pour maintenir la santé cardiaque14.

Un cœur septique a un besoin énergétique élevé en cas de stress, notamment une température corporelle élevée, une hypoxie, une tachycardie et une tempête de cytokines systémiques. Conformément à ce changement pathologique, un dysfonctionnement mitochondrial cardiaque a été démontré dans de nombreuses études animales15,16. Cliniquement, le dysfonctionnement mitochondrial est directement corrélé à de mauvais résultats de septicémie17,18. Par conséquent, le maintien de l'homéostasie mitochondriale cardiaque est essentiel pour la récupération de la SICM ; Cependant, la façon dont les cellules immunitaires servent de manipulateur du contrôle de la qualité des mitochondries dans le cœur septique reste complètement inconnue.

Dans la présente étude, en combinant le séquençage d'ARN unicellulaire (scRNA-seq) avec des techniques de cartographie du destin, nous avons profilé les changements dynamiques des cellules immunitaires cardiaques, en particulier les macrophages cardiaques, dans le cœur septique murin. Nous avons identifié une sous-population CD163 + RETNLA + Mac1 avec une capacité d'auto-renouvellement qui était essentielle pour soutenir la fonction cardiaque sous stress septique. Une analyse phénotypique et fonctionnelle approfondie a révélé que la sous-population Mac1 était caractérisée par des signatures transcriptomiques endocytaires et par une expression élevée de TREM2. De plus, nous avons observé que la sous-population de macrophages TREM2hi éliminait activement les mitochondries éjectées par les cardiomyocytes et favorisait donc l'homéostasie cardiaque dans la septicémie. L'ablation de Trem2 dans les macrophages a altéré la capacité d'auto-renouvellement des cellules Mac1, ce qui a entraîné l'accumulation de mitochondries dysfonctionnelles dans l'espace extracellulaire du myocarde et a exacerbé la fonction cardiaque après une septicémie. Enfin, l'administration intrapéricardique de cellules TREM2hi Mac1 a amélioré la fonction cardiaque et empêché la SICM. Ces découvertes offrent une perspective pour le développement d'immunothérapies ciblées par TREM2 de SICM.

Pour explorer les mécanismes de la dysfonction myocardique réversible lors d'un stress septique, nous avons établi le modèle murin septique (modèle de ligature et ponction cæcales (CLP)) et profilé le cœur septique par échocardiographie et biomarqueurs de lésions cardiaques. Comme prévu, la fonction cardiaque s'est régulièrement détériorée lors de la progression du sepsis et s'est considérablement aggravée 3 jours après la CLP. Par la suite, la fonction cardiaque s'est progressivement rétablie (Extended Data Fig. 1a–d). De manière congruente, les paramètres de lésion cardiaque (lactate déshydrogénase (LDH), troponine I, Anp et Bnp) ont également montré des changements dynamiques comparables (données étendues Fig. 1e – h). En raison du rôle crucial de l'inflammation dans la pathologie de la SICM, les marqueurs inflammatoires cardiaques ont été mesurés par un réseau de protéines multiplex. Les taux de facteur de stimulation des colonies de granulocytes, de facteur de stimulation des colonies de granulocytes-macrophages, d'interleukine (IL)-4, d'IL-1α, d'IL-9, d'interféron (IFN)-γ, d'IL-1β, d'IL-21 et d'IL-10 dans le cœur a atteint un pic 3 jours après le CLP, puis a diminué lentement au fil du temps (Extended Data Fig. 1i). Ces résultats indiquent que les changements dynamiques de la fonction cardiaque au cours de la progression du sepsis sont cohérents avec l'environnement inflammatoire du tissu cardiaque.

Ensuite, nous avons caractérisé les types et les états des cellules immunitaires impliquées dans la SICM à l'aide de scRNA-seq. Les cellules CD45 + nucléées métaboliquement actives ont été séparées par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) de 14 souris à différents moments. Un total de 29 537 cellules positives au contrôle de qualité ont été sélectionnées pour une analyse plus approfondie, ce qui a généré en moyenne environ 9 362 lectures cartographiées et 2 718 gènes par cellule (Fig. 1a et Extended Data Fig. 2a). Comme prévu, une analyse de regroupement impartiale a révélé plusieurs grappes de cellules immunitaires cardiaques (Fig. 1b), qui comprenaient des macrophages (Adgre1 et Fcgrt), des monocytes (Plac8 et Chil3), des neutrophiles (S100a8/a9), des cellules tueuses naturelles (NK)/T. (Cd3e, Klrk1 et Il7r), les cellules B (Igkc et Cd79a) et les cellules cycliques (Mki67 et Stmn1) (Fig. 1c, d et Extended Data Fig. 2b, c). Parmi eux, les macrophages étaient les cellules les plus abondantes avec un riche ensemble de sous-groupes dans le cœur. En comparant les changements des cellules immunitaires à chaque instant, nous avons constaté que les pourcentages de macrophages diminuaient légèrement, alors que l'hétérogénéité des sous-groupes de macrophages était plus importante après CLP. Pendant ce temps, un grand nombre de neutrophiles et de monocytes ont été recrutés dans le myocarde après une septicémie (Fig. 1e, f). En plus des résultats de scRNA-seq, l'analyse par cytométrie en flux a confirmé les changements parallèles dans les cellules immunitaires cardiaques au cours de la progression de la septicémie (Extended Data Fig. 2d, e).

a, Diagramme schématique montrant le pipeline scRNA-seq des cellules immunitaires cardiaques murines au cours de la progression de la septicémie. SS, régime permanent. b, parcelles UMAP (Uniform Manifold Approximation and Projection) de 29 537 cellules immunitaires cardiaques réparties en 15 grappes à partir du cœur de 14 souris WT à SS, 3, 7 et 21 jours après CLP. Les cellules cardiaques de 3 à 4 souris ont été mélangées en un seul échantillon. c, parcelles UMAP de cellules immunitaires cardiaques colorées par type de cellule. d, carte thermique montrant les gènes marqueurs de cluster sélectionnés (en haut, codés par couleur par cluster et condition) avec des exemples de gènes et une annotation de type cellulaire étiquetée. e, parcelles UMAP de cellules immunitaires cardiaques de souris WT à différents moments de la septicémie, annotées par type de cellule comme dans c. Chaque point dans le temps est contribué par trois (SS ou 21 d) ou quatre souris (3 ou 7 d). f, diagrammes à barres montrant la distribution des types de cellules immunitaires de souris WT à différents moments de la septicémie (données étendues, Figs. 1 et 2).

Données source

Étant donné que le compartiment monocyte-macrophage représente la population de cellules immunitaires cardiaques la plus importante et la plus significativement modifiée au cours de la septicémie, nous avons effectué une analyse par grappes non supervisée pour étudier l'hétérogénéité et le rôle des monocytes-macrophages cardiaques. Cinq sous-groupes de macrophages (Mac1–5), deux sous-groupes de monocytes (Mon1 et Mon2) et un sous-groupe de cellules dendritiques (DC) ont été identifiés (Fig. 2a). Mac1 était caractérisé par l'expression de Retnla, Lyve1, Cd163 et Folr2, qui ressemblaient aux signatures des macrophages résidant dans les tissus cardiaques19. Mac2 exprimait des niveaux relativement élevés de gènes de présentation d'antigène, dont les caractéristiques étaient cohérentes avec le groupe complexe majeur d'histocompatibilité (MHC)-II précédemment rapporté19,20. Mac3 était enrichi en Cxcl13, Ccl8, Saa3 et quelques gènes stimulés par l'IFN (Ifit3 et Irf7). Ce cluster pourrait être pro-inflammatoire et contenir des cellules inductibles par l'IFN21. Mac4 a été identifié par l'expression de Cd72 et Acp5, qui ont été confirmés comme marqueurs de cellules pathologiquement pro-inflammatoires22. Mac5 correspondait aux macrophages CCR2+12,19,23, qui exprimaient également des niveaux élevés de gènes de présentation d'antigène (H2-Aa et H2-Eb1). Mon1 était le groupe de monocytes classique avec une expression élevée de Ly6c2, tandis que Mon2 était le groupe de monocytes non classique avec une faible expression de Ly6c2 (réf. 24, 25). Le cluster DC était caractérisé par des niveaux élevés de Xcr1, Naaa et Irf8, qui ont été signalés comme marqueurs des DC classiques26 (Fig. 2b et Extended Data Fig. 3a). Nous avons ensuite comparé les différences dynamiques dans les proportions relatives des huit sous-groupes entre les différentes étapes de la SICM. Notamment, les sous-clusters Mac1 et Mac2 étaient principalement présentés dans les cœurs à l'état d'équilibre, tandis que les niveaux du sous-ensemble Mac1 étaient considérablement réduits 3 jours après le CLP. Les niveaux de Mac3 et Mac4, quant à eux, ont remarquablement augmenté 3 jours après CLP ; cependant, à mesure que la fonction cardiaque se rétablissait progressivement 7 et 21 jours après la CLP, le sous-cluster Mac1 était restauré (Fig. 2c, d). Nous avons également utilisé la cytométrie en flux et l'immunofluorescence pour confirmer les résultats de scRNA-seq en sélectionnant CD163 et RETNLA comme marqueurs pour Mac1. De manière constante, la fréquence relative et les nombres absolus de Mac1 ont diminué 3 jours après CLP et ont été restaurés 7 et 21 jours après CLP (Fig. 2e, f et Extended Data Fig. 3b – d). Par la suite, une analyse de corrélation a révélé que les nombres absolus de Mac1 étaient positivement corrélés à la FE du cœur et négativement corrélés aux taux sériques de troponine cardiaque I (cTnI) au cours de la progression de la septicémie (Fig. 2g, h). Prises ensemble, ces données révèlent un sous-cluster CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + Mac1 distinct associé à la restauration du dysfonctionnement cardiaque après un stress septique.

a, parcelles UMAP de 24 058 monocytes-macrophages attribués aux huit groupes de la Fig. 1c. b, carte thermique montrant les 20 principaux gènes marqueurs de cluster (en haut, codés par couleur par cluster et condition) avec des exemples de gènes et des annotations de cluster étiquetées. c, tracés UMAP du compartiment monocytes-macrophages de souris WT à SS, 3, 7 et 21 jours après CLP, annotés par cluster comme en a. d, diagrammes à barres montrant la distribution des grappes dans le compartiment monocyte-macrophage des souris WT après CLP. e, Courbes de contour représentatives montrant l'analyse par cytométrie en flux des macrophages cardiaques CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + de souris WT après CLP. f, Quantification des macrophages CD163+RETNLA+ par mg de tissu cardiaque. Les barres montrent la moyenne ± sem Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par une analyse de variance unidirectionnelle (ANOVA) avec le test de comparaison multiple de Tukey. g, h, Corrélation du nombre de macrophages cardiaques CD163 + RETNLA + avec les niveaux d'EF et de cTnI. Les données sont présentées sous forme de corrélation de rang de Spearman bilatérale. Les lignes pointillées représentent les intervalles de confiance à 95 %. Chaque symbole représente un animal (SS, n = 8 souris ; CLP 3 d, n = 8 souris ; CLP 7 d, n = 9 souris ; CLP 21 d, n = 10 souris) (f, g). Les résultats représentent quatre expériences indépendantes sur cette figure (Extended Data Fig. 3).

Données source

Pour déterminer la relation potentielle entre les monocytes et le sous-cluster Mac1, nous avons examiné les états immunitaires dynamiques et les transitions cellulaires du compartiment monocyte-macrophage par l'algorithme Monocle27. Dans l'analyse pseudo-temporelle, nous avons sous-échantillonné les monocytes-macrophages à 1 500 cellules pour fournir une trajectoire de développement cellulaire claire. Nous avons observé que les cellules Mac1 étaient localisées au début de la trajectoire pseudo-temporelle, alors que les cellules Mon1, Mon2 et DC étaient à la fin de la trajectoire. De plus, la majorité des cellules Mac2 se trouvaient à l'extrémité de la trajectoire pseudo-temporelle, tandis que les cellules Mac3, de la même manière que les cellules Mac1, étaient localisées au niveau de la branche initiale (Fig. 3a, b et données étendues Fig. 4a). Le suivi des altérations de l'expression génique dans les compartiments monocytes-macrophages a révélé des schémas de développement définissant le phénotype et la fonction des sous-ensembles de macrophages. En bref, le cluster Mac1 était caractérisé par des niveaux d'expression régulés à la hausse de Cd163, Lyve1, Retnla, Mrc1, Gas6 et Folr2 et par des niveaux d'expression régulés à la baisse des gènes monocytes (Plac8 et Chil3). Les clusters Mon1, Mon2, Mac5 et DC étaient caractérisés par une expression régulée à la hausse de Ccr2, Il1b, Chil3 et Plac8, tandis que le cluster Mac2 était caractérisé par une forte expression de gènes présentateurs d'antigènes (H2-Aa et H2-Ab1). Ces amas de cellules présentaient l'expression réduite du profil du gène Mac1 (Fig. 3c et Extended Data Fig. 4b).

a, La prédiction Monocle de la trajectoire de développement des monocytes-macrophages avec les informations de cluster de Seurat sur la Fig. 2a cartographiées à côté. b, La prédiction Monocle de la trajectoire de développement des monocytes-macrophages avec chaque groupe basé sur Seurat montré séparément. c, Carte thermique des 50 premiers DEG avec le pseudotime. La position relative des sous-ensembles individuels à travers le pseudo-temps est illustrée ci-dessous. d, Courbes de contour représentatives montrant l'expression de tdTomato (CX3CR1) sur les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + fermés, les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + (non-CD163 + RETNLA +) et CD45 + CD11b + F4 /80−LY6C+ monocytes. Graphique montrant le pourcentage de cellules tdTomato + isolées des cœurs de souris WT à chaque instant le long de la septicémie. NS, non significatif. e, Courbes de contour représentatives montrant l'expression de tdTomato (CX3CR1) et CD163 sur les macrophages CD45 + CD11b + F4/80 + RETNLA + fermés et graphique montrant les nombres absolus de CD45 + CD11b + F4/80 + CD163 + RETNLA + tdTomato + macrophages isolés des cœurs de souris WT à chaque instant suivant la septicémie. f, histogrammes représentatifs montrant l'expression de Ki67 dans les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + et graphique montrant la quantification de l'intensité de fluorescence moyenne (MFI) de Ki67 à SS, 3 et 7 jours après CLP. Les points représentent les sujets individuels (d–f); SS, n = 5 souris ; CLP 3 j, n = 6 souris ; CLP 7 jours, n = 7 souris. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± sem ; les valeurs P bilatérales ont été déterminées par une ANOVA unidirectionnelle, suivie du test de comparaison multiple de Games-Howell (d) ou de Sidak (d–f) ; les résultats représentent trois expériences indépendantes (Extended Data Fig. 4).

Données source

Pour confirmer les résultats de l'analyse pseudo-temporelle ci-dessus, nous avons en outre utilisé une lignée de souris Cx3cr1CreERT2 – IRES – YFP inductible par le tamoxifène croisée avec des souris rapporteurs Rosa26-stop-tdTomato (appelées Cx3cr1CreERT2: Rosa26tdTom; Extended Data Fig. 4c) pour suivre les cellules Mac1 dans SICM. Les signaux de fluorescence tdTomato de ces souris reporters distinguaient de manière fiable les CRM des macrophages recrutés dérivés de monocytes19. Environ 95 % des monocytes circulants (CD115+CD11b+) et ~89 % des macrophages cardiaques (F4/80+CD11b+) étaient tdTomato+ 1 semaine après la première administration de tamoxifène. Trois semaines après l'administration de tamoxifène, les monocytes circulants ont été progressivement remplacés par des monocytes tdTomato−, alors que leur contribution aux macrophages cardiaques était négligeable. Au bout de 5 semaines, près de 85 % des macrophages et environ 98 % des cellules CD163 + RETNLA + Mac1 du cœur ont conservé tdTomato +, qui a ensuite été maintenu à des niveaux similaires (Extended Data Fig. 4d). Six semaines après l'administration de tamoxifène, les souris Cx3cr1CreERT2:Rosa26tdTom ont subi une chirurgie CLP. Nous avons observé que plus de 95% des cellules CD163 + RETNLA + Mac1 restaient sous forme de tdTomato + 3 et 7 jours après CLP (Fig. 3d). En conséquence, la proportion et le nombre absolu de cellules tdTomato + Mac1 dans le cœur septique ont été remarquablement réduits 3 jours après CLP et partiellement récupérés 7 jours après CLP (Fig. 3e). Pour déterminer la prolifération des cellules Mac1 in vivo, l'expression de Ki67 a été évaluée. Les cellules tdTomato + Mac1 présentaient une expression élevée de Ki67 3 jours après CLP par rapport à celles à l'état d'équilibre, ce qui indique que les cellules Mac1 présentaient un état de prolifération active sous stress septique (Fig. 3f et Extended Data Fig. 4e). Ces données suggèrent que les cellules CD163 + RETNLA + Mac1 sont des CRM auto-renouvelables, indépendantes de la reconstitution des monocytes circulants et affichent des bouffées prolifératives pendant la septicémie.

Nous avons ensuite cherché à explorer les caractéristiques fonctionnelles du sous-ensemble Mac1 dans SICM. L'analyse d'enrichissement de Gene Ontology (GO) a révélé que 156 gènes exprimés de manière différentielle (DEG) régulés positivement dans Mac1 étaient liés à la phagocytose et à l'endocytose en termes biologiques (Fig. 4a). Il convient de noter que le gène Trem2 lié à la phagocytose était régulé positivement dans les cellules Mac1 par rapport aux autres macrophages. (Données étendues Fig. 5a). Nous avons ensuite examiné l'expression de Trem2 dans tous les amas de cellules et observé que Trem2 était particulièrement abondant dans le sous-ensemble Mac1 (Fig. 4b et Extended Data Fig. 5b). La coloration par immunofluorescence a montré l'expression de TREM2 sur les cellules Mac1 ainsi qu'une colocalisation avec CD163 (Fig. 4c). L'analyse par cytométrie en flux a montré que les cellules CD163 + RETNLA + Mac1 exprimaient des niveaux plus élevés de TREM2 par rapport aux autres macrophages (Fig. 4d et Extended Data Fig. 5c). De plus, pour déterminer le rôle de TREM2 dans le remodelage du sous-ensemble de macrophages dans le SICM, nous avons effectué une CLP chez des souris déficientes en Trem2 (Trem2-/-) et des témoins de même portée de type sauvage (WT) et analysé leurs compartiments cardiaques monocytes-macrophages. par scRNA-seq. L'analyse en grappes non supervisée des compartiments monocytes-macrophages chez les souris Trem2 - / - et WT a montré des types et des proportions similaires de sous-grappes à l'état d'équilibre et 3 jours après le CLP, respectivement (données étendues Fig. 5d). Notamment, nous avons observé que la proportion de cellules Mac1 diminuait de manière significative chez les souris WT et Trem2 − / − 3 jours après CLP (Extended Data Fig. 5e). Au jour 7 après CLP, les cellules Mac1 ont retrouvé un nombre normal chez les souris WT, mais la proportion de cellules Mac1 chez les souris Trem2 − / − n'a pas pu être restaurée (Fig. 4e, f). L'analyse par cytométrie en flux a confirmé que le pourcentage et le nombre absolu de cellules CD163 + RETNLA + Mac1 chez les souris Trem2 - / - ne se sont pas rétablis au jour 7 après CLP par rapport aux témoins WT (Fig. 4g). En revanche, les proportions des autres compartiments des cellules immunitaires cardiaques n'ont pas été affectées par le déficit en Trem2, à l'exception d'une réduction de la proportion de macrophages chez les souris Trem2−/− 3 et 7 j après CLP et d'une augmentation modeste de la proportion de neutrophiles 7 d après CLP (Extended Data Fig. 5f). De plus, nous avons révélé que la capacité proliférative des CRM CD163 + RETNLA + était significativement réduite chez les souris Trem2 - / - par rapport aux témoins WT 3 jours après le CLP indiqué par l'expression de Ki67 (Fig. 4h). Ces résultats suggèrent collectivement que TREM2 est un marqueur pour le sous-ensemble Mac1 et essentiel pour le remodelage des cellules Mac1 dans les cœurs septiques.

a, Dot plots montrant les 20 principaux processus biologiques pour les DEG régulés à la hausse de Mac1 analysés par GO. Les flèches rouges indiquent les voies liées à l'endocytose. b, tracés UMAP et tracés de violon montrant l'expression de Trem2 dans le compartiment monocyte-macrophage. c, Images d'immunofluorescence représentatives de CD163 (vert), TREM2 (rouge) et noyaux (bleu) dans le tissu cardiaque de souris WT à SS (n = 5) et 7 jours après CLP (n = 5). Les lignes pointillées indiquent les macrophages CD163+TREM2+. Barres d'échelle, 20 μm. d, histogrammes représentatifs de l'analyse par cytométrie en flux de l'expression de TREM2 dans les macrophages cardiaques CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + et CD45 + CD11b + F4 / 80 + (non-CD163 + RETNLA +) de souris WT à SS et 7 jours après CLP. e, tracés UMAP montrant les résultats de regroupement de cellules correspondant à la Fig. 2a pour un total de 13 405 monocytes-macrophages dans les cœurs knock-out WT et Trem2 (KO) 7 jours après CLP. f, distribution en grappes dans les sous-ensembles de monocytes-macrophages dans les cœurs WT et Trem2-KO à 7 jours après CLP. g, Pourcentages et nombres absolus de macrophages CD163 + RETNLA + analysés par cytométrie en flux à partir de cœurs de souris WT (n = 6) et Trem2-KO (n = 6) à 7 jours après CLP. h, Courbes de contour représentatives montrant l'expression de Ki67 sur les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + fermés et graphique montrant les pourcentages de cellules exprimant Ki67 dans WT (n = 5–6) et Trem2-KO (n = 6 –7) cœurs à SS et 3 jours après CLP. Chaque symbole représente une souris (g,h). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± sem ; les valeurs P bilatérales ont été déterminées par un test t non apparié (g) et une ANOVA unidirectionnelle avec le test de comparaisons multiples de Sidak (h). Les résultats représentent trois expériences indépendantes (c,d,g,h). Voir également Données étendues Fig. 5.

Données source

Les cardiomyocytes ont éjecté des mitochondries dysfonctionnelles dans des vésicules dédiées appelées « exophères », caractérisées par un diamètre moyen de 3,5 ± 0,1 μm et un volume moyen de 31,0 ± 2,5 μm3, similaires aux structures décrites dans les neurones de Caenorhabditis elegans28. Les macrophages cardiaques sont indispensables au maintien de l'homéostasie cardiaque en nettoyant ces particules subcellulaires et les mitochondries défectueuses14. Nos données suggèrent que l'homéostasie des macrophages dans les cœurs septiques a été perturbée. Nous avons émis l'hypothèse que l'homéostasie perturbée des macrophages pourrait nuire à l'élimination des mitochondries endommagées dérivées des cardiomyocytes pendant la septicémie. Tout d'abord, des souris αMHCCre ont été croisées avec des souris Rosa26TdTom et seuls les cardiomyocytes des souris générées (appelées souris CardRED) ont exprimé une fluorescence rouge. Nous avons observé que l'accumulation de certaines particules subcellulaires, définies comme des exophères, colocalisait avec la protéine mitochondriale Tom20 dans l'espace extracellulaire des cœurs septiques de souris CardRED (Fig. 5a, b et vidéo supplémentaire 1). L'analyse par microscopie électronique à transmission (MET) a révélé une accumulation significative de mitochondries libres à la périphérie des cardiomyocytes 3 jours après le CLP (Extended Data Fig. 6a, b). De plus, ces exophères ont été purifiés par cytométrie en flux14. Nous avons observé que les exophères cardiaques étaient positifs pour les sondes mitochondriales MitoTracker Green et MitoNIR (données étendues Fig. 6c, d), affichaient également le potentiel membranaire réduit et la réactivité perdue aux agents hyperpolarisants (données étendues Fig. 6e). Ces résultats suggèrent que le sepsis provoque l'accumulation de mitochondries dysfonctionnelles éjectées par les cardiomyocytes dans l'espace extracellulaire du cœur.

a, images d'immunofluorescence et reconstruction 3D montrant la présence de matériel Tom20 + dans des exophères dérivés de cardiomyocytes de cœurs de souris septiques CardRED. b, Présence de matériel Tom20 + dans les exophères dérivés de cardiomyocytes de cœurs de souris CardRED à SS et 3 jours après CLP. Graphique montrant les nombres d'exophères par champ de vision (FOV) ; n = 6 par groupe. c, image TEM d'une cellule mononucléaire absorbant les mitochondries par des pseudopodes étendus dans des cœurs septiques (CLP 7 j). d, Images montrant des exophères dérivés de cardiomyocytes (rouge) contenant des mitochondries (Tom20, blanches) présentes dans les macrophages TREM2+ (vert) de cœurs de souris CardRED (n = 4). e, mitochondries dérivées de cardiomyocytes (mt-Dendra2, vert) présentes dans les macrophages TREM2 + (rouge) des cœurs de souris MitoCard (n = 4). f, Mitochondries dérivées des cardiomyocytes (mt-Dendra2, vert) localisées dans les lysosomes (LAMP1, blanc) des macrophages TREM2+ (rouge) dans le cœur des souris MitoCard (n = 3). g, les macrophages TREM2 + (vert) ont absorbé les mitochondries dérivées des cardiomyocytes (mt-Keima-458, cyan) et certaines mitochondries dans un environnement acide (mt-Keima-561, rouge) des cœurs de souris infectées par AAV9-Tnnt2-mt-Keima . h, les macrophages CD163 + (verts) ont englouti des mitochondries dérivées de cardiomyocytes dans le cœur de souris WT et Trem2 - / - infectées par AAV9-Tnnt2-mt-Keima, respectivement. Graphique montrant les pourcentages de mitochondries mt-Keima + dans les macrophages CD163 + (n = 5 par groupe). Pour chaque animal, nous avons sélectionné au hasard cinq zones de visualisation et cinq cellules Mac1 ont été analysées. Le rapport de la surface des mitochondries mt-Keima dans une seule cellule Mac1 à la surface de la même cellule Mac1 a été calculé. Le rapport dans le groupe KO a été normalisé au rapport du groupe témoin. i, L'incorporation de la protéine tdTomato dérivée des cardiomyocytes dans les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + et les monocytes CD45 + CD11b + F4 / 80 - LY6C + des chimères WT → CardRED ou KO → CardRED 7 jours après CLP. Graphique montrant la quantification de l'IMF de tdTomato (n = 6–7 par groupe). j, Présence de matériel Tom20 + (cyan) dans les exophères dérivés des cardiomyocytes (rouge) des cœurs des chimères WT → CardRED et KO → CardRED 7 jours après CLP. Graphique montrant les nombres d'exophères par FOV (n = 6 par groupe). Les barres d'échelle sont indiquées dans les images. Les barres indiquent la moyenne ± sem (b, h, j) et la médiane avec l'intervalle interquartile (i). Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test t non apparié (b, h, j) et le test U de Mann – Whitney (i). Les résultats représentent quatre (b), trois (d–f) et deux (g–j) expériences indépendantes (Extended Data Figs. 6 et 7).

Données source

Étant donné que les mitochondries libres et l'ADN mitochondrial (ADNmt) peuvent provoquer des lésions cardiaques, l'élimination des exophères contenant des mitochondries dérivées de cardiomyocytes est importante pour maintenir l'homéostasie cardiaque et restaurer une fonction cardiaque optimale29,30. Nous avons ensuite exploré le mécanisme de clairance des mitochondries dysfonctionnelles dans le cœur septique. Les images TEM ont montré que certaines cellules adjacentes aux cardiomyocytes présentaient une taille et une morphologie similaires à celles des macrophages. Ces macrophages ont étiré des pseudopodes, qui entouraient les vésicules contenant des mitochondries à la périphérie des cardiomyocytes septiques (Fig. 5c et Extended Data Fig. 6f). De manière cohérente, les images confocales et tridimensionnelles (3D) ont montré que les exophères engloutis dans les cellules TREM2 + (rouge) contenaient des mitochondries dans les cœurs septiques de la souris CardRED (Fig. 5d et vidéo supplémentaire 2).

Pour quantifier l'activité phagocytaire des cellules TREM2hi Mac1 (CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 +), une analyse par cytométrie en flux avec le cœur de souris CardRED a révélé l'incorporation plus élevée de la protéine tdTomato dérivée des cardiomyocytes dans les cellules Mac1 par rapport aux cellules non Mac1 ( Données étendues Fig. 6g). En outre, des souris rapporteurs de mitochondries spécifiques aux cardiomyocytes (MitoCard) ont été générées en croisant mtD2Flox / Flox avec des souris αMHCCre / +31 et des images confocales ont montré que les mitochondries dérivées de cardiomyocytes étaient localisées dans les macrophages TREM2 + (Fig. 5e et vidéo supplémentaire 3). L'analyse par cytométrie en flux a également montré que les cellules TREM2hi Mac1 incorporaient davantage de mitochondries dérivées de cardiomyocytes pendant la SICM (Extended Data Fig. 6h). De plus, nous avons effectué une coloration TUNEL avec des cœurs de souris WT septiques et avons constaté que le pourcentage de cellules TUNEL+cTnI+ dans les cellules totales (TUNEL+cTnI+/4,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI)) était très faible (environ 1 %) au jour 3 après la septicémie (Extended Data Fig. 6i). Ces résultats excluent la possibilité que les cellules TREM2hi incorporent du matériel apoptotique dérivé du cœur septique.

Pour élucider le sort des mitochondries dérivées des cardiomyocytes dans les cellules Mac1, nous avons effectué une immunocoloration de TREM2 avec le marqueur de lysosome Lamp1 avec les coupes cardiaques de souris MitoCard septiques et avons observé que mt-Dendra2 signale dans les cellules TREM2 + partiellement localisées dans les lysosomes LAMP1 + (Fig. 5f et Vidéo supplémentaire 4). Ensuite, nous avons emballé le virus adéno-associé de sérotype 9 (AAV9) - le virus Tnnt2-mt-Keima et l'injection intramyocardique du virus AAV9 a été réalisée pour assurer l'expression spécifique de la protéine Keima dans les mitochondries (mt-Keima) des cardiomyocytes (Extended Data Fig. 7a)32. La coloration par immunofluorescence a révélé que d'abondantes particules de mt-Keima + se concentraient dans les macrophages TREM2 + (Fig. 5g). Keima est sensible au pH et son pic du spectre d'excitation peut passer de la longueur d'onde la plus courte (vert, dans l'environnement neutre) à la plus longue (rouge, dans l'environnement acide)33. Des images vidéo et 3D ont montré que mt-Keima dans les macrophages TREM2 + présentait des signaux de fluorescence verts et rouges dans le cœur de souris septiques WT injectées avec le virus AAV9-Tnnt2-mt-Keima (Fig. 5g et vidéo supplémentaire 5), suggérant que les mitochondries prises par les cellules Mac1 peuvent être livrés à l'environnement lysosomal acide. Ensemble, ces données indiquent que les cellules TREM2hi Mac1 ont une activité robuste dans l'élimination des mitochondries dysfonctionnelles dérivées des cardiomyocytes.

L'analyse des données scRNA-seq a révélé que la majorité des signatures de gènes endocytaires telles que Wwp1, Ccr5, Cd36, Eps15, Cltc, Mrc1, Ccl24, Dab2 et Folr2 dans l'ensemble de la population de macrophages ont diminué chez les souris Trem2-/- par rapport aux cellules WT ( Données étendues Fig. 7b,c). Nous avons ensuite examiné l'effet de TREM2 sur l'absorption des mitochondries dérivées des cardiomyocytes par les macrophages. L'injection intramyocardique du virus AAV9-Tnnt2-mt-Keima a été réalisée avec des souris WT et Trem2-/-, respectivement. Les souris septiques Trem2 − / − ont présenté une absorption réduite des mitochondries cardiomyocytaires et de Keima par les macrophages CD163 + (Fig. 5h et vidéo supplémentaire 5). Ensuite, nous avons transplanté des cellules de moelle osseuse de souris WT ou Trem2-/- dans des souris receveuses CardRED irradiées et 8 semaines plus tard, une chirurgie CLP a été réalisée (Extended Data Fig. 7d). Nous avons constaté que les cellules WT → CardRED CD163 + RETNLA + Mac1 récupéraient plus de matériel dérivé des cardiomyocytes que les cellules Trem2 − / − → CardRED CD163 + RETNLA + Mac1 7 jours après le CLP (Fig. 5i). De manière constante, l'immunofluorescence a montré que davantage de mitochondries dérivées de cardiomyocytes s'accumulaient au cœur des chimères Trem2 − / − → CardRED (Fig. 5j). De plus, les souris déficientes en Trem2 présentaient une accumulation sévère de mitochondries libres dans l'espace extracellulaire des cardiomyocytes 7 jours après le CLP (Extended Data Fig. 7e), mais cela n'a pas été trouvé chez les souris déficientes en Trem2 à l'état d'équilibre (Extended Data Fig. 7f ). Ces données suggèrent que TREM2 facilite le nettoyage des mitochondries endommagées par les cellules Mac1 dans les cœurs septiques.

Pour déterminer l'importance physiologique des cellules TREM2hi Mac1 dans la SICM, nous avons comparé le taux de survie, la fonction systolique cardiaque, les marqueurs de lésions cardiaques et l'inflammation entre les souris WT et Trem2−/− après CLP. Comme le montre la figure 6a, la mortalité des souris septiques Trem2-/- a été considérablement augmentée. De plus, un test d'échocardiographie a révélé que les souris Trem2-/- avaient une fonction cardiaque plus faible, indiquée par une EF plus faible, un raccourcissement fractionnaire (FS) et un débit cardiaque (CO), en particulier 7 et 21 jours après le CLP, par rapport aux témoins de la même portée WT (Fig. 6b et Données étendues Fig. 8a,b). Les concentrations de cTnI et de LDH dans le sérum ainsi que les niveaux d'ARN messager d'Anp et de Bnp dans les tissus cardiaques ont tous augmenté chez les souris septiques Trem2−/− (Fig. 6c et Extended Data Fig. 8c – e). De plus, le déficit en Trem2 a significativement élevé les niveaux d'ARNm des médiateurs pro-inflammatoires après CLP (Extended Data Fig. 8f – i).

a, Analyse de survie des souris WT (n = 18) et Trem2-/- (n = 30) après surveillance des performances du CLP pendant 7 jours. b, c, WT et Trem2-/- souris ont été soumises à CLP et la fonction cardiaque a été examinée à SS et 3, 7 et 21 jours après CLP. Graphique montrant EF % (b) mesuré par échocardiographie (n = 7–8 souris pour chaque groupe) et les niveaux de cTnI (c) dans le sérum (n = 5–8 souris pour chaque groupe). d, images représentatives d'échocardiographie en mode M et % EF des chimères WT → WT (Trem2+/+Ch) et des chimères Trem2−/−→WT (Trem2−/−Ch) 7 jours après CLP. e, Images représentatives d'échocardiographie Doppler à onde continue et rapport E/A des chimères Trem2+/+Ch et Trem2−/−Ch 7 jours après CLP. f, graphique montrant le CO mesuré par échocardiographie. g,h, Graphiques montrant les niveaux de cTnI (g) et de LDH (h) dans le sérum des chimères Trem2+/+Ch et Trem2−/−Ch 7 j après CLP (j–h, n = 11 souris pour chaque groupe) . i, Graphiques montrant les niveaux de protéines d'ANP et de BNP dans le sérum des chimères Trem2+/+Ch et Trem2-/-Ch 7 j après CLP. j, Graphiques montrant les niveaux de protéines du facteur de nécrose tumorale (TNF)-α, IL-1β, IL-6 et CCL2 dans les tissus cardiaques des chimères Trem2+/+Ch et Trem2−/−Ch 7 jours après CLP (i,j, n = 10 souris pour chaque groupe). k, Images TEM représentatives (à gauche) et score de lésion des mitochondries (à droite) des chimères Trem2+/+Ch et Trem2−/−Ch 7 jours après CLP. Barres d'échelle, 5 μm. Graphique à barres montrant le score de blessure des mitochondries par FOV. Chaque symbole représente un FOV d'images TEM. Chaque groupe a quatre souris et cinq FOV ont été choisis au hasard pour le dosage de chaque animal. l,m, Graphiques montrant les niveaux d'ATP (l) dans les lysats de tissus cardiaques et les niveaux de lactate sérique (m) des chimères Trem2+/+Ch et Trem2−/−Ch 7 jours après CLP (l,m, n = 11 souris pour chaque groupe). Chaque symbole représente un animal (b–j,l,m). Les barres indiquent la moyenne ± sem (b–f,h–l) et la médiane avec l'intervalle interquartile (g,m). Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test du log-rank de Kaplan–Meier (a), l'ANOVA bidirectionnelle avec le test de comparaisons multiples de Sidak (b,c), le test t non apparié (d–f,h–k) et Mann– Test U de Whitney (g,m). Les résultats représentent au moins quatre (b, c) et trois (d – m) expériences indépendantes (Extended Data Fig. 8).

Données source

Les macrophages dérivés de la moelle osseuse contribuent au pool de microglies résidentes chez les souris chimériques34,35. Les receveurs irradiés (arrière-plan CD45.1) ont été transplantés avec des cellules de moelle osseuse de souris WT ou Trem2 - / - (arrière-plan CD45.2), respectivement (données étendues Fig. 8j). Le test de cytométrie en flux a montré que l'efficacité de la reconstitution des cellules Mac1 était supérieure à 90% dans les chimères irradiées 8 semaines après la greffe de moelle osseuse (BMT) (Extended Data Fig. 8k, l). Les résultats de la cytométrie en flux et de la PCR en temps réel ont révélé que les chimères Trem2−/−→WT (Trem2−/−Ch) présentaient un niveau de protéine TREM2 plus faible dans les macrophages cardiaques et un niveau d'ARNm Trem2 dans les tissus cardiaques que les chimères WT → WT (Trem2+/+Ch ), respectivement (Données étendues Fig. 8m). Huit semaines après BMT, des souris chimériques ont été soumises à CLP. Nous avons constaté que la déficience spécifique de Trem2 dans les macrophages exacerbait le dysfonctionnement cardiaque, les lésions myocardiques et l'inflammation cardiaque après une septicémie (Fig. 6d – j et Extended Data Fig. 8n, o). De plus, les chimères Trem2-/-Ch présentaient des dommages mitochondriaux aggravés (Fig. 6k), des niveaux d'ATP réduits (Fig. 6l) et des niveaux de lactate accrus (Fig. 6m). Ces résultats suggèrent que TREM2 est essentiel à Mac1 pour protéger la fonction cardiaque après un sepsis.

Enfin, nous avons cherché à examiner si un traitement avec des cellules Mac1 pouvait protéger la fonction cardiaque après une septicémie. Les cellules TREM2hi Mac1 et non-Mac1 triées du cœur de souris CD45.1 ont été respectivement transplantées dans l'espace péricardique de souris CD45.2 immédiatement après CLP. Les animaux témoins ont reçu une injection intrapéricardique du même volume de Matrigel (MG) (Fig. 7a). L'analyse par cytométrie en flux a montré que les cellules Mac1 et non Mac1 transplantées peuvent survivre et persister dans le cœur des receveurs pendant au moins 7 jours après la CLP (données étendues Fig. 9a). La proportion de cellules Mac1 dans les cellules CD45 + totales a été significativement augmentée dans le cœur des souris ayant reçu une injection de cellules Mac1 aux moments examinés par rapport aux souris ayant reçu une injection de MG (données étendues Fig. 9b, c). De même, la proportion de cellules non Mac1 dans les cellules CD45 + totales a également augmenté dans le cœur des souris non injectées par Mac1 aux moments examinés par rapport aux souris injectées par MG (données étendues Fig. 9d, e). De plus, les cellules Mac1 et non-Mac1 ont été marquées avec CellTracker Orange (CMTMR) puis transférées dans la cavité péricardique immédiatement après CLP. Après 3 jours, un test histologique a indiqué que les cellules transplantées étaient largement distribuées dans le myocarde (données étendues Fig. 9f). De plus, nous avons transféré par voie intrapéricardique les cellules Mac1 marquées au CMTMR dans des souris MitoCard. Trois jours plus tard, des images confocales et 3D ont montré que les cellules injectées engloutissaient des mitochondries dérivées de cardiomyocytes (données étendues Fig. 9g et vidéo supplémentaire 6). Ces données montrent collectivement que les cellules Mac1 transplantées peuvent pénétrer dans le myocarde, survivre dans le cœur des souris receveuses pendant au moins 7 jours et engloutir les mitochondries dérivées des cardiomyocytes.

a, Illustration schématique de la transplantation de cellules TREM2hi Mac1 chez des souris WT. Les cellules TREM2hi Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+) et non-Mac1 (CD45+CD11b+ F4/80+ et non-CD163+RETNLA+) isolées de souris WT ont été mélangées avec MG et transplantées dans la cavité péricardique de Souris WT (2 × 105 cellules par animal) immédiatement après CLP. Les souris témoins ont reçu une injection de MG uniquement. Les souris ont été tuées et analysées 3 jours après la transplantation. b–e, images représentatives d'échocardiographie en mode M (b) et graphiques montrant EF % (c), FS % (d) et CO (e) mesurés par échocardiographie (b–e, +MG, n = 5 souris ; +non -Mac1, n = 9 souris ; +Mac1, n = 10 souris). f,g, Graphiques montrant les niveaux de cTnI et de LDH dans le sérum. h, Graphiques montrant les niveaux d'ARNm d'Anp et de Bnp dans les tissus cardiaques. i, Graphiques montrant les taux de protéines d'ANP et de BNP dans le sérum. j, Graphiques montrant les niveaux d'ARNm de Tnfα, Il1β, Ccl2 et Il6 dans les tissus cardiaques. k, Graphiques montrant les taux de protéines de TNF-α, IL-1β, IL-6 et CCL2 dans les tissus cardiaques. l, Images TEM représentatives (à gauche) et score de blessure aux mitochondries (à droite). Barres d'échelle, 5 μm. Chaque symbole représente un FOV. Chaque groupe a quatre souris et cinq FOV ont été choisis au hasard pour le dosage de chaque animal. m, graphique montrant les niveaux d'ATP dans les lysats de tissu cardiaque. n, graphique montrant les niveaux de lactate sérique. (f–k,m,n, +MG, n = 5 souris ; +non-Mac1, n = 9 souris ; +Mac1, n = 9 souris). Chaque symbole représente un animal en c–k, n, m. Les barres indiquent la moyenne ± sem Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par une ANOVA unidirectionnelle suivie du test de comparaisons multiples de Games-Howell (c – h, j, n, m) ou de Tukey (i, k). Les résultats représentent quatre expériences indépendantes (b–n). Voir également les Figs de données étendues. 9 et 10.

Données source

Par rapport aux cellules non Mac1 transplantées par voie intrapéricardique ou aux groupes MG, les cœurs de souris septiques qui ont été transplantés avec des cellules TREM2hi Mac1 ont montré une fonction cardiaque significativement améliorée (Fig. 7b – e). De manière constante, la transplantation avec des cellules TREM2hi Mac1 a amélioré les lésions cardiaques (Fig. 7f – i), l'inflammation (Fig. 7j, k), les lésions mitochondriales (Fig. 7l), l'augmentation des niveaux d'ATP (Fig. 7m) et la réduction des niveaux de lactate (Fig. .7n).

Ensuite, des cellules WT Mac1 et des cellules Trem2−/− Mac1 ont été isolées du cœur de souris WT ou Trem2−/− et transplantées par voie intrapéricardique (2 × 105 cellules par souris) dans le cœur de souris Trem2−/− immédiatement après CLP (Extended Données Fig. 10a). Trois et 7 jours plus tard, l'échocardiographie a révélé que la transplantation avec des cellules WT Mac1 améliorait de manière significative la fonction cardiaque des souris septiques par rapport aux souris Trem2−/− injectées avec des cellules Trem2−/− Mac1 ou des groupes MG (Extended Data Fig. 10b – d). De manière constante, la transplantation avec des cellules WT Mac1 a amélioré les lésions cardiaques, l'inflammation (données étendues Fig. 10e – j), amélioré les niveaux d'ATP (données étendues Fig. 10k) et réduit les taux de lactate (données étendues Fig. 10l). Pris ensemble, ces résultats suggèrent que l'administration de cellules TREM2hi Mac1 peut être une approche thérapeutique potentielle pour la prévention et le sauvetage du dysfonctionnement cardiaque dans la septicémie.

Les patients atteints de SICM ont un taux de mortalité élevé4,36,37 et leurs cœurs septiques sont associés à un métabolisme énergétique élevé et à des dommages mitochondriaux catastrophiques5,38. Les macrophages sont impliqués dans l'inflammation cardiaque, l'efférocytose, le remodelage tissulaire et l'homéostasie11,13,39 ; cependant, les rôles des sous-ensembles distincts de macrophages dans le cœur septique n'ont pas été entièrement élucidés. Dans la présente étude, nous avons étudié un sous-ensemble de macrophages cardiaques dans les cœurs septiques et à l'état d'équilibre, caractérisé par une expression élevée de TREM2 et la capacité d'auto-renouvellement, défini comme les cellules TREM2hi Mac1. La forte expression de TREM2 est essentielle pour la fonction des cellules Mac1 dans le nettoyage des mitochondries défectueuses et la protection du cœur septique (Extended Data Fig. 10m). De plus, l'injection intrapéricardique de cellules CD163 + RETNLA + TREM2hi Mac1 pourrait prévenir le dysfonctionnement cardiaque des souris septiques.

L'accumulation d'études a mis en évidence la composition hétérogène et les changements spécifiques aux tissus des macrophages à l'état d'équilibre et dans différents contextes pathologiques tels que l'infarctus du myocarde8,11,19,22. Nos données scRNA-seq ont révélé la présence de cinq populations de macrophages, Mac1–5, dans le cœur à l'état d'équilibre des souris, ce qui avait été indiqué par une étude précédente19. Les sous-ensembles Mac1 et Mac2 étaient les sous-ensembles dominants de macrophages cardiaques, caractérisés respectivement par l'expression de gènes liés à la phagocytose (Trem2) et à la présentation de l'antigène (H2-Aa). Les sous-ensembles Mac3–5 avaient de faibles proportions et des gènes hautement exprimés liés à la stimulation de l'IFN (Irf7), à l'inflammation pathologique (CD72) et aux chimiokines (Ccr2), respectivement. Nous avons constaté que le sous-ensemble Mac1 présentait un changement dynamique, diminuait à 3 jours et récupérait à 7 jours après CLP, ce qui était bien corrélé à la détérioration et à la récupération de la fonction cardiaque dans la septicémie. Les sous-ensembles Mac3 et Mac4 ont été significativement augmentés avec des réponses inflammatoires systémiques exacerbées et une mobilisation de la moelle osseuse. Une étude récente a montré que dans un modèle de constriction aortique transversale, CD72 était un marqueur clé d'un sous-ensemble de macrophages pro-inflammatoires, dans lequel de nombreux gènes se chevauchaient avec Mac4 identifié dans notre étude22, suggérant que le sous-ensemble Mac4 exprimé par CD72 est étroitement associé à l'inflammation. et les lésions cardiaques en SICM.

En ce qui concerne l'origine, les macrophages cardiaques peuvent être subdivisés en sous-ensembles CCR2− résidents dérivés de l'embryon (résidents) et en sous-ensembles CCR2+ recrutés dérivés de l'hématopoïèse (circulant)11,12,13. Les sous-ensembles CCR2− sont reconstitués par prolifération locale, assurent la stabilité métabolique et favorisent la récupération cardiaque après une blessure14,19. En revanche, les sous-ensembles CCR2+ recrutés améliorent l'inflammation et le stress oxydatif40. Dick et al. ont constaté qu'un sous-ensemble de macrophages cardiaques résidents TIMD4 + LYVE1 + MHC-IIloCCR2−, qui était maintenu par auto-renouvellement, inhibe le remodelage indésirable et favorise la récupération de la fonction cardiaque après un infarctus du myocarde14. Conformément à cette étude, nous avons identifié un sous-ensemble de CRM CD163 + RETNLA + (cellules Mac1), qui a été remarquablement diminué lors d'un stress septique. Lors de la progression de la SICM, les cellules Mac1 résidentes ont montré une capacité d'auto-renouvellement et ont joué un rôle protecteur dans le cœur septique. Un manuscrit récent a également montré que le nombre de macrophages cardiaques avait diminué 1 jour après CLP, puis augmenté à des niveaux supra-normaux après 28 jours41. La récupération du nombre de macrophages cardiaques était dominée par la prolifération locale, alors que le recrutement périphérique ne représentait que 6,2 %41. Ces résultats suggèrent un rôle essentiel des cellules Mac1 résidentes auto-renouvelables dans la protection de la fonction cardiaque dans la septicémie.

En tant que récepteur transmembranaire de la superfamille des immunoglobulines, l'activation de TREM2 conduit à la phosphorylation de DAP12 et favorise par conséquent la prolifération et la survie des cellules, module la phagocytose et neutralise l'inflammation42,43. Nous avons observé que le sous-ensemble Mac1 comporte TREM2hi et sa prolifération a été renforcée au cours de la septicémie. De plus, le déficit en Trem2 n'a pas affecté le nombre de cellules Mac1 dans le cœur sain mais a considérablement altéré la restauration de ces macrophages dans le cœur septique. Notre étude précédente a montré que TREM2 était à peine détectable dans le foie, les poumons et la rate de souris à l'état d'équilibre, alors que l'expression de TREM2 était significativement augmentée dans ces tissus après que le CLP et le blocage de TREM2 aient exacerbé la septicémie polymicrobienne44, suggérant son effet protecteur contre la septicémie. La fonction spécifique des macrophages TREM2 + dans d'autres organes nécessite une enquête plus approfondie. Des études antérieures ont démontré que le déficit en Trem2 entraînait une diminution de la prolifération des macrophages dans des conditions pathologiques45,46 et induisait un arrêt du cycle cellulaire47. De même, nous avons remarqué que la déficience en Trem2 diminuait remarquablement la prolifération des cellules Mac1 dans le SICM. Nos résultats suggèrent que TREM2 joue un rôle essentiel dans la récupération de SICM grâce à la reconstitution de la sous-population CD163 + RETNLA + Mac1.

Les mitochondries extracellulaires et l'ADNmt peuvent déclencher une inflammation et causer des lésions cardiaques29,30. Une étude récente a montré que les CRM éliminaient les débris mitochondriaux extrudés pour préserver l'homéostasie des cardiomyocytes à longue durée de vie et jouaient une fonction protectrice14. Nos résultats actuels ont indiqué que les mitochondries dysfonctionnelles étaient remarquablement augmentées dans l'espace extracellulaire du myocarde, parallèlement à un dysfonctionnement cardiaque sous stress septique. Conformément aux résultats précédents41, la septicémie a montré un très léger effet sur la survie des cellules cardiaques. Les cellules Mac1 ont montré une puissante capacité à éliminer les mitochondries anormales dérivées des cardiomyocytes dans le SICM. De plus, l'ablation de Trem2 a régulé négativement les gènes endocytaires dans les CRM et exacerbé l'accumulation de mitochondries défectueuses dans le cœur et le dysfonctionnement cardiaque. De plus, l'administration intrapéricardique de macrophages CD163 + RETNLA + TREM2hi pourrait survivre et engloutir les mitochondries défectueuses dérivées des cardiomyocytes, qui protègent par conséquent contre le dysfonctionnement septique du myocarde. Nos résultats suggèrent que les cellules TREM2hi Mac1 avaient une puissante fonction d'endocytose et préservaient l'homéostasie cardiaque en éliminant les mitochondries défectueuses pendant la septicémie.

En résumé, notre étude a révélé un sous-ensemble de macrophages CD163 + RETNLA + (Mac1), qui présente une expression élevée de TREM2. TREM2 est essentiel pour l'auto-renouvellement et le remodelage des cellules Mac1 dans le cœur septique. Les cellules TREM2hi Mac1 récupèrent les mitochondries défectueuses et la transplantation de cellules Mac1 contribue à la récupération de la fonction cardiaque pendant la SICM. Notre étude souligne que le maintien de la fonction de ce sous-ensemble en exploitant TREM2 pourrait être une stratégie thérapeutique potentielle pour les maladies cardiaques en clinique.

Les souris C57BL/6 WT ont été obtenues auprès du Shanghai SLAC Laboratory Animal Center. M. Colonna a aimablement fourni des souris Trem2−/− de l'Université de Washington à St. Louis. M. Shang de l'Université du Zhejiang a aimablement fourni des souris αMHCCre. Les souris suivantes ont été achetées auprès de Jackson Laboratory : Rosa26-stop-tdTomato, Cx3cr1CreERT2–IRES–YFP, mtD2flox/+ (B6 ;129S-Gt(ROSA)26Sortm1(CAG-COX8A/Dendra2)Dcc/J) et B6 ;CD45. 1 souris (B6.SJL-Ptprca Pepcb/BoyJ). Des souris αMHCCre ont été croisées avec Rosa26-stop-tdTomato ou mtD2flox/flox, pour générer des souris rapporteurs fluorescentes cardiomyocytes (appelées souris CardRED) ou des souris rapporteurs fluorescentes mitochondriales spécifiques aux cardiomyocytes (appelées souris MitoCard). Les souris ont été hébergées dans un environnement exempt d'agents pathogènes spécifiques, avec un cycle lumière-obscurité de 12 h et la température ambiante a été maintenue à 22 °C. Les souris ont été nourries avec de la nourriture irradiée (SZS9126, XIETONG BIO-ENGINEERING) et de l'eau stérile. Les cages étaient autoclavées et changées une fois par semaine. Seules des souris mâles ont été utilisées dans les expériences. Les expérimentations animales ont été approuvées par le Comité de protection et d'utilisation des animaux de l'École de médecine de l'Université du Zhejiang et réalisées conformément aux directives institutionnelles (numéros de référence 2017442 et 2021858).

Une anesthésie a été administrée à des souris mâles âgées de 8 semaines avec de la kétamine (50 mg kg-1) et de la xylazine (5 mg kg-1) injectées par voie intrapéritonéale avant l'épilation abdominale. Ensuite, les souris ont été exposées à une coupe longitudinale de 1,5 cm dans le quadrant inférieur de l'abdomen, puis le caecum a été isolé. Les trois quarts distaux du caecum ont été ligaturés avec des sutures de soie 4-0 et deux ponctions ont été faites dans le caecum ligaturé avec une aiguille de calibre 22, induisant une septicémie sublétale induite par le CLP. Ensuite, le caecum a été replacé dans la cavité abdominale après que les excréments aient été extrudés et la plaie a été suturée avec une suture en soie 4-0. Chaque souris a reçu 1 ml de solution saline stérile après l'opération48. Le taux de survie a été évalué toutes les 2 h pendant 7 jours.

Pour étiqueter le macrophage cardiaque, des souris Cx3cr1CreERT2 – IRES – YFP ont été croisées avec des souris Rosa26-stop-tdTomato. À l'âge de 6 semaines, des souris Cx3cr1CreERT2:Rosa26tdTom ont reçu 4 mg de tamoxifène (Meilunbio) par souris dans de l'huile de maïs et à nouveau 48 h plus tard. Après 5 semaines, les souris ont été sacrifiées pour les tests.

Des cellules de moelle osseuse ont été obtenues à partir de fémurs et de tibias de souris mâles donneuses âgées de 8 semaines. Tout d'abord, la moelle osseuse a été rincée avec du PBS prérefroidi. Après la lyse des globules rouges, une suspension unicellulaire a été obtenue à travers un filtre de 70 µm. Au total, 1 × 107 cellules de moelle osseuse ont été transférées par voie intraveineuse à des souris mâles receveuses irradiées de manière létale (8 Gy). Les souris chimériques ont reçu des antibiotiques dans l'eau potable pendant 1 semaine. Après 8 semaines, la construction du modèle était terminée.

Des vecteurs recombinants de virus adéno-associé de sérotype 2/9 (AAV 2/9) portant mt-Keima avec le promoteur spécifique cardiaque cTnT ont été conçus comme décrit précédemment14 et fabriqués par OBiO Technology. Chaque souris a reçu un titre de 3 × 1011 virus AAV9-Tnnt2-mt-Keima par injection intracardiaque. Après 6 semaines, les souris ont été utilisées pour des expériences CLP.

L'ARN total a été obtenu à partir de tissus et de cellules de souris à l'aide de TRIzol (Ambion). Des échantillons d'ADN complémentaires ont été synthétisés avec le kit de réactifs PrimeScript RT (Takara) et l'expression des gènes a été analysée avec qPCR en utilisant le prémélange SYBR Ex Taq (Takara) sur le système Lightcycler 480 (Roche). Les séquences d'amorces utilisées sont répertoriées dans le tableau supplémentaire 1.

Une échocardiographie a été administrée à des souris sous anesthésie à l'isoflurane à l'aide d'un système Vevo 2100 (VisualSonics). La température corporelle normale était maintenue par une plate-forme chauffante. La vue parasternale standard bidimensionnelle (2D) et en mode M à axe court a été utilisée pour mesurer les dimensions internes du ventricule gauche (VG) à la diastole (LVIDd) et à la systole (LVIDs), le volume interne du VG à la diastole (LVEDV) et à la systole (LVESV) et la fréquence cardiaque (FC). Le LV EF a été acquis comme ((LVEDV − LVESV) / LVEDV) × 100, le LV FS a été acquis comme ((LVIDd − LVIDs) / LVIDd) × 100 et le CO a été acquis comme (LVEDV − LVESV) × HR. Pour l'analyse de la dysfonction diastolique, une vue apicale 2D a été utilisée par Doppler à ondes pulsées. Des ondes de pointe de vitesse diastolique précoce et tardive (E et A, respectivement) ont été détectées et le rapport E/A a été acquis. L'analyse d'image a été effectuée hors ligne à l'aide de Vevo LAB v.3.1.0 (VisualSonics).

Des cœurs frais ont été incorporés avec un composé à température de coupe optimale et coupés en sections de 10 μm. Après séchage à l'air pendant 1 h, les lames ont été fixées dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 20 min, perméabilisées avec du Triton X-100 à 0,1 % dans du citrate de sodium à 0,1 % pendant 15 min et bloquées avec un tampon de blocage (3 % BSA + 5 % FBS + 0,1 % Tween 20) pendant 30 min à température ambiante. Ensuite, des coupes de tissus ont été incubées à 4 °C pendant une nuit avec des anticorps primaires anti-CD68 de rat (dilution 1 :250 ; Abcam), anti-CD163 de souris (dilution 1 :100 ; Santa Cruz), anti-TREM2 de rat (dilution 1 :100 ; R&D), lapin anti-Tom20 (dilution 1 :200 ; Abcam), rat anti-LAMP1 (dilution 1 :50, DSHB) et cTnI (dilution 1 :250 ; Abcam). Après avoir été lavées trois fois avec du PBST pendant 5 min chacune, les lames ont été incubées avec des anticorps secondaires conjugués à température ambiante pendant 2 h, puis lavées trois fois avec du DPBS et scellées avec un agent de blocage contenant du DAPI. Pour analyser l'apoptose des cardiomyocytes, la coloration TUNEL a été réalisée avec un kit TUNEL selon les instructions du fabricant. Les images ont été acquises avec un microscope confocal Olympus OSR (OLYMPUS IX83-FV 3000-OSR) ou Zeiss LSM 880 (avec Fast AiryScan) et traitées avec le logiciel ImageJ Pro Plus v.6.0 (Media Cybernetics).

Pour analyser les vésicules dérivées de cardiomyocytes contenant des mitochondries, des échantillons de souris CardRED ont été colorés avec un anticorps primaire anti-Tom20 de lapin (dilution 1:250, Abcam) et un anticorps secondaire anti-lapin d'âne conjugué à Alexa fluor 488 (dilution 1:500, Invitrogen ). Les images ont été acquises à l'aide du Zeiss LSM 880 (avec AiryScan) à un intervalle de 0,38 μm par pas de z (z = 7–8 μm) pour les reconstructions 3D. Une analyse de reconstruction 3D des expériences ci-dessus a été traitée à l'aide du logiciel Imaris v.9.7 (Bitplane). Après avoir reconstruit les cardiomyocytes, les vésicules et les mitochondries à l'aide d'un outil de surface basé sur un détail de 0,2 mm et une intensité absolue, nous avons analysé la distance entre les vésicules Tom20 + tdTomato + et les cardiomyocytes pour montrer que les vésicules se trouvaient à l'extérieur des cardiomyocytes. Ensuite, nous avons quantifié les vésicules Tom20 + tdTomato + sur cinq FOV aléatoires par échantillon.

La fluorescence Mt-Keima a été imagée dans deux canaux par deux excitations séquentielles (488 nm, vert ; 561 nm, rouge) à l'aide d'un Zeiss LSM 880 (Zeiss LSM 880 avec Fast AiryScan). Des paramètres d'imagerie identiques ont été maintenus pour comparer dans différentes conditions expérimentales. Toutes les images ont été analysées avec le logiciel ImageJ Pro Plus v.6.0 (Media Cybernetics) pour calculer le rapport entre la protéine fluorescente rouge et la zone de protéine fluorescente verte.

Tous les anticorps appliqués sont répertoriés dans le tableau supplémentaire 2.

Les échantillons cardiaques collectés ont été obtenus à partir de la paroi ventriculaire antérieure et découpés en cubes de 2 mm3 (2 × 1 × 1 mm). Ces échantillons ont été fixés dans du glutaraldéhyde à 2,5 % (pH 7,2) pendant 2 jours à température ambiante. Ensuite, les cubes ont été enrobés de résine époxypropane selon les méthodes standard. Les tranches ont été observées et scannées à l'aide d'un TEM Tecnai G2 Spirit 120 kV (Thermo FEI) avec une caméra à dispositif à couplage de charge.

Les mitochondries myocardiques ont été observées à l'aide de TEM et analysées de manière semi-quantitative comme décrit précédemment49. Cinq FOV ont été sélectionnés au hasard pour la photographie au même grossissement et environ 20 mitochondries dans chaque champ ont été choisies au hasard pour l'analyse. Chaque échantillon a été analysé pour 100 mitochondries. Chaque mitochondrie a été notée sur une échelle de 0 à 4 selon le degré de blessure (des scores plus élevés indiquaient une blessure plus grave).

Selon les instructions du fabricant, les taux sériques de lactate ont été détectés à l'aide d'un kit de dosage de l'acide lactique (Nanjing Jiancheng), les taux sériques de LDH ont été testés à l'aide d'un kit de dosage de la lactate déshydrogénase (Nanjing Jiancheng) et les taux sériques de cTnI ont été déterminés à l'aide d'un kit ELISA cTnI de souris ( Cloud-Clone). La teneur en ATP dans le cœur a été mesurée à l'aide d'un kit de dosage ATP (Beyotime) et les taux sériques d'ANP et de NT-proBNP ont été déterminés à l'aide de kits ELISA de souris (USCN Life Science). Les niveaux de protéines IL-1β, IL-6, TNF-α et CCL2 dans les lysats de tissu cardiaque ont été déterminés à l'aide de kits ELISA de souris (NOVUS (IL-1β et IL-6) et MULTI SCIENCES (TNF-α et CCL2)).

Les souris ont été anesthésiées par inhalation d'isoflurane. Ensuite, les cœurs ont été perfusés avec 20 ml de tampon de perfusion (DPBS 1X avec CaCl2 0,8 mM) pour éliminer le sang périphérique des chambres. Par la suite, les oreillettes et les valves du cœur isolé ont été retirées et les ventricules ont été hachés en cubes d'environ 1 mm. Les cœurs ont été digérés avec 0,25 mg ml-1 de Liberase TL (Sigma-Aldrich), 20 μg ml-1 DNase I (Sinopharm Chemical Reagent) et 10 mM HEPES (Sigma-Aldrich) dans du DMEM sans sérum (Gibco) à 37 °C pendant 15 min. Ensuite, la suspension tissulaire a été triturée à l'aide de micropipettes de 1 000 µl. La suspension cellulaire résultante a été obtenue à travers un filtre de 70 μm pour éliminer la masse tissulaire non digérée, lavée avec du PBS contenant 2% de FBS et diluée dans 1 ml de HBSS. Ensuite, la suspension cellulaire a été étalée sur une couche supérieure de Percoll (Yeason) à 15 % et 60 % et soumise à une centrifugation en gradient de densité à 400 g pendant 20 min. La couche cellulaire entre les surfaces liquides a été collectée et lavée avec 10 ml de DPBS pour obtenir des suspensions de cellule unique pour d'autres expériences.

Pour l'analyse par cytométrie en flux, les suspensions unicellulaires ont été colorées avec des anticorps relatifs à 4 ° C pendant 30 min dans un volume final de 200 μl. Les cellules ont été lavées avec du DPBS, remises en suspension dans un volume final de 400 μl et filtrées à travers un filtre de 40 μm. Les échantillons ont été prélevés sur un BD Fortessa (BD Biosciences) par le logiciel BD FACSDiva v.8.0.1 et analysés avec le logiciel FlowJo v.10.6.2 (TreeStar). Les détails de la stratégie d'immunocoloration et de synchronisation des cellules immunitaires et des sous-populations de macrophages cardiaques dans le cœur septique sont présentés dans les données étendues Figs. 2d et 3b.

Pour mesurer la fonction mitochondriale, les fibroblastes L-929 ont été utilisés comme contrôle pour évaluer la réactivité au traitement par rapport aux vésicules isolées. L'oligomycine (Cell Signaling Technology, 5 μM) a été utilisée pour favoriser l'hyperpolarisation de la membrane mitochondriale. Le cyanure de carbonyle-4 (trifluorométhoxy) phénylhydrazone (Sigma-Aldrich, 2 μM) a été appliqué pour découpler la phosphorylation oxydative dans les mitochondries et dépolariser les membranes mitochondriales. Les vésicules isolées et les cellules L-929 ont été administrées à 37 ° C pendant 1,5 h. Ensuite, les cellules ou les vésicules ont été colorées dans un milieu de culture additionné de 1 × MitoNIR (Abcam), qui est une sonde fluorescente mesurant le potentiel de membrane mitochondriale, pendant 20 min à 37 ° C. Les cellules ou vésicules ont été acquises par un BD Fortessa (BD Biosciences). Le MFI a été analysé à l'aide du logiciel FlowJo (TreeStar).

Nous avons évalué l'expression de Ki67 en fixant et en perméabilisant les cellules avec un ensemble de tampons de coloration du facteur de transcription Foxp3 (Thermo Fisher Scientific) conformément aux instructions du fabricant, puis en colorant les cellules avec un anticorps anti-Ki67 comme mentionné ci-dessus.

Pour le tri FACS, les suspensions unicellulaires ont été colorées avec des anticorps relatifs pendant 30 min à 4 ° C, puis ont été lavées avec du DPBS. Les culots ont été remis en suspension avec 200 ul de DPBS. Pour les expériences scRNA-seq, Calcein Blue AM (Thermo Fisher Scientific, 4 μg ml-1) et Vybrant DyeCycle Ruby (Thermo Fisher Scientific, 10 μM) ont été ajoutés dans des solutions de 200 μl et ont été incubés pendant 10 min à 4 ° C. Après incubation, des cellules CD45+ nucléées vivantes ont été obtenues sur un Beckman MoFlo Astrios EQ avec une buse de 100 µm (Beckman). Pour les expériences de transplantation Mac1, les macrophages cardiaques TREM2hi Mac1 (CD45+ CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+) et non-Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+ et non-CD163+RETNLA+) ont été triés et collectés séparément pour d'autres expériences.

Des cellules individuelles ont été recueillies dans du RPMI 1640 contenant 5 % de FBS. L'exclusion du bleu trypan a confirmé la viabilité cellulaire. Les cellules triées ont été comptées et la concentration ajustée à 700-1 200 cellules μl-1. Ensuite, les suspensions unicellulaires ont été chargées dans un Chromium 10x pour capturer pas plus de 10 000 cellules individuelles par les kits de réactifs Chromium Single Cell 3 'v.3 (10x Genomics). Les cellules ont été réparties en billes de gel dans l'instrument Chromium, où la lyse cellulaire et la transcription inverse à code-barres de l'ARN se sont produites. L'amplification de l'ADN et la construction de la bibliothèque ont été réalisées. Les bibliothèques ont été séquencées sur un Novaseq 6000 (Illumina) par LC-Bio Technology. Les données ont été alignées sur le génome de référence GRCm38 à l'aide de CellRanger v.4.0 (10x Genomics).

La sortie CellRanger a été chargée dans Seurat (v.3.1.1) pour un clustering non supervisé. Tous les gènes exprimés dans moins d'une cellule ont été éliminés. Les cellules exprimant moins de 200 et plus de 6 000 gènes, l'identifiant moléculaire unique compte plus de 40 000 et le pourcentage d'expression de gènes d'ADN mitochondrial (ADNmt) supérieur à 20 % a été exclu. Les gènes mitochondriaux ont été exclus de la matrice d'expression.

Pour visualiser les données, nous avons utilisé le package Seurat pour une analyse plus approfondie. Tout d'abord, nous avons utilisé la méthode LogNormalize de la fonction de normalisation du package Seurat pour évaluer la valeur d'expression des gènes. Deuxièmement, nous avons effectué une analyse en composantes principales sur la matrice d'expression normalisée avec des gènes hautement variables identifiés par la fonction FindVariableGenes. Sur la base des dix principaux composants principaux, nous avons obtenu le résultat du cluster de cellules non supervisé par la méthode de clustering pondérée basée sur le graphe du plus proche voisin partagé. Pour détecter les gènes spécifiques au cluster, nous avons identifié les gènes marqueurs par le bimod (test de rapport de vraisemblance) de la fonction FindAllMarkers de Seurat. Par rapport aux autres clusters, les gènes dont l'expression était supérieure à 25 % des cellules et dont le log moyen (variation de facteur) > 0,26 dans le cluster cible ont été définis comme des gènes marqueurs. Les types de cellules ont été définis sur la base de marqueurs connus. Les cellules exprimant des marqueurs cellulaires non immuns ont été exclues.

Le regroupement de cellules, la visualisation de gènes marqueurs, l'analyse DEG, l'analyse d'enrichissement GO et d'autres analyses bioinformatiques ont été effectuées avec les outils OmicStudio (https://www.omicstudio.cn/tool). Les DEG ont été identifiés par le bimod avec des paramètres par défaut via la fonction FindAllMarkers selon les critères suivants : (1) log (fold change) > 0,26 ; (2) valeur P <0,01 ; et (3) min.pct > 0,1.

Les monocytes et les macrophages des quatre échantillons WT sont présentés sur les figures 2a à d. Les figures 4e, f montrent des échantillons de Trem2-/- et des échantillons témoins de la même portée WT 7 jours après CLP, agrégés et analysés comme décrit ci-dessus pour comparer l'impact de Trem2-/- sur le compartiment monocyte-macrophage.

Pour l'analyse de trajectoire unicellulaire, nous avons utilisé Monocle v.2.4.0 pour étudier les trajectoires de développement entre les sous-ensembles de macrophages/monocytes19,27. Les données scRNA-seq ont été mises à l'échelle, normalisées et regroupées par l'outil Seurat, puis sous-échantillonnées à 1 500 cellules et chargées dans un objet Monocle. La fonction DifferentialGeneTest a été utilisée pour déduire les DEG de chaque groupe et nous avons utilisé les 800 meilleurs gènes avec la valeur q la plus faible pour séquencer les cellules dans une analyse en pseudo-temps. La trajectoire de développement a été tracée par la commande plot_cell_trajectory. Le 'root_state' (le point de départ) de la trajectoire a été défini comme le terminal avec une plus faible expression des gènes monocytes. Une fois les trajectoires cellulaires construites, les DEG le long du pseudo-temps ont été détectés par la fonction DifferentialGeneTest. Les changements dans les 50 premiers gènes à travers le pseudo-temps avec les valeurs q les plus basses ont été visualisés par une carte thermique à l'aide de la fonction plot_pseudotime_heatmap. La fonction Plot_genes_in_pseudotime a été utilisée pour montrer la tendance dynamique des niveaux d'expression génique significatifs sélectionnés.

Des cœurs de souris CardRED ont été coupés en petits morceaux et digérés dans du DPBS avec 0,25 mg ml-1 de Liberase TL (Sigma-Aldrich), 20 μg ml-1 DNase I (Sinopharm Chemical Reagent) et 10 mM HEPES (Sigma-Aldrich) pendant 15 min à 37 °C. Ensuite, les suspensions tissulaires ont été acquises par pipetage doux. Nous avons centrifugé en série ces suspensions à 50 g et 300 g et jeté le culot. Le surnageant a ensuite été centrifugé à 1 000 g et lavé avec du DPBS. Les culots ont été remis en suspension avec 200 ul de DPBS. Nous avons utilisé l'expression endogène de tdTomato, CD31 et Vybrant DyeCycle Ruby (Thermo Fisher Scientific, 10 μM) pour définir les vésicules cardiaques. La stratégie de déclenchement pour les vésicules cardiaques est illustrée dans les données étendues Fig. 6c. Le matériau a été trié dans un Beckman MoFlo Astrios EQ (Beckman) avec une buse de 100 μm.

Les cellules triées par FACS ont été lavées avec du DPBS et quantifiées. Les macrophages cardiaques (2 × 105 cellules) ont été remis en suspension dans 25 µl de MG (Corning). Après anesthésie et intubation des souris receveuses, la poitrine de la souris a été ouverte et du MG contenant des macrophages cardiaques a été injecté dans la cavité péricardique à l'aide d'une aiguille de calibre 30. Les animaux témoins n'ont reçu qu'une injection intrapéricardique de 25 µl de MG.

Pour les expériences de survie et de distribution des cellules, les cellules Mac1 et non Mac1 triées ont été colorées avec du CMTMR (50 nM) à 37 ° C pendant 20 min, puis lavées avec du DPBS. Les macrophages marqués (2 × 105 cellules) ont été remis en suspension dans 25 μl de MG puis transplantés dans la cavité péricardique immédiatement après CLP. Trois jours plus tard, les souris ont été tuées. Des échantillons de cœur ont été prélevés et des cryosections ont été réalisées. Les images ont été acquises à l'aide d'un Zeiss LSM 880 (avec AiryScan rapide) selon les procédures standard et analysées avec le logiciel ImageJ Pro Plus v.6.0.

La protéine totale a été isolée du cœur de la souris à l'aide de RIPA (Applygen) et le surnageant a été analysé par un microréseau d'anticorps à base de verre et à base de sandwich pour mesurer quantitativement 20 cytokines (RayBiotech). Chaque cytokine a été analysée en quatre exemplaires par matrice. Ensuite, 100 µl de surnageant ont été chargés dans chaque puits, incubés pendant une nuit à 4 °C puis lavés abondamment. Un anticorps de détection marqué à la biotine a été incubé pendant 2 h, suivi de l'application de streptavidine conjuguée à AlexaFluor 555 à température ambiante pendant 1 h. Les lames ont été analysées par un scanner InnoScan 300 (Innopsys) avec une excitation à 532 nm et une émission à 635 nm. Nous avons obtenu des données brutes (images) du scanner et des intensités ponctuelles intégrées (fichier .txt délimité par des tabulations) à l'aide du logiciel Mapix v.7.3.1. La visualisation des données a été obtenue par le logiciel Q-Analyzer (RayBiotech). Toutes les données brutes ont été converties en log2 pour l'analyse statistique.

Toutes les analyses statistiques ont été effectuées à l'aide de SPSS v.21.0 (IBM) ou Prism v.8.0 (GraphPad Software). Pour la comparaison entre deux groupes, les données distribuées normalement ont été évaluées par le test t de Student bilatéral non apparié et les données sans distribution normale ont été évaluées par le test U de Mann-Whitney. Pour plus de deux groupes, les données distribuées normalement ont été évaluées par ANOVA unidirectionnelle ou bidirectionnelle, suivies du test de comparaisons multiples de Games-Howell, Sidak ou Tukey et les données sans distribution normale ont été évaluées par le Kruskal-Wallis avec la comparaison multiple de Dunn. test. Les corrélations ont été analysées par le coefficient de corrélation de Pearson. Le taux de survie a été analysé par analyse de Kaplan-Meier et test du log-rank. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± sem ou médiane avec intervalle interquartile

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Les données de scRNA-seq pour cette étude ont été déposées au Gene Expression Omnibus sous le code d'accession GSE190856. Toutes les données et tous les matériaux sont disponibles dans le document et les informations supplémentaires. Les données sources sont fournies avec ce document.

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Zheng, H. et al. TREM2 favorise la survie microgliale en activant la voie Wnt/β-caténine. J. Neurosci. 37, 1772-1784 (2017).

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Flameng, W. et al. Corrélats ultrastructuraux et cytochimiques de la protection myocardique par hypothermie cardiaque chez l'homme. J. Thorac. Cardiovasculaire. Surg. 79, 413-424 (1980).

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Nous dédions cet article au professeur Andreas Hoeft (Département d'anesthésiologie et de médecine de soins intensifs, Hôpital universitaire de Bonn), qui est malheureusement décédé avant que l'article ne soit soumis pour publication. Le professeur Hoeft a joué un rôle important dans cette étude et nous le remercions tout particulièrement pour sa contribution à sa conceptualisation. Nous remercions également D. Neculai (Département de biologie cellulaire et Département de pathologie Sir Run Run Shaw Hospital, École de médecine de l'Université du Zhejiang) et M. Guan (Institut de génétique, Université du Zhejiang) pour une discussion utile et des conseils linguistiques. Nous remercions C. Yang (Center of Cryoelectron Microscopy, Zhejiang University); L. Xie et J. Li (Centre de microscopie électronique, Université du Zhejiang) ; S. Liu, G.Xiao, J. Xuan, X. Song et Y. Li (Core Facilities, School of Medicine, Zhejiang University) pour leur assistance technique ; L. Wang et H. Lou (Laboratory Animal Center, Zhejiang University) pour leur soutien aux études sur les animaux ; J. Zhao et J. Lin (The Second Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine) pour leur aide en échocardiographie, X. Wang et H. Zhu (The First Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine) pour leur aide à l'isolement des cardiomyocytes et à la statistique analyse. Nous remercions également le personnel de LC-Bio Technology pour les services de séquençage. Cette étude a été partiellement financée par la Fondation des sciences naturelles de Chine (82230074, 81720108025 à XF, 82072221 à KZ, 81971809 à YJ et 92049108 à XL), la Fondation des sciences naturelles de la province du Zhejiang (LZ22H150002 à KZ) et le National Key Research and Programme de développement de la Chine (2018YFC2001904 à XF et 2017YFE0196600 à XL).

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Kai Zhang, Yang Wang, Shiyu Chen, Jiali Mao

Décédé : Andreas Hoeft.

Département d'anesthésiologie et de soins intensifs, Premier hôpital affilié, École de médecine de l'Université du Zhejiang, Hangzhou, Chine

Kai Zhang, Yang Wang, Shiyu Chen, Jiali Mao, Yue Jin, Hui Ye et Xiangming Fang

Département de médecine de soins intensifs, Hôpital du premier peuple affilié à Hangzhou, École de médecine de l'Université du Zhejiang, Hangzhou, Chine

Yang Wang

Hôpital pour enfants, Centre national de recherche clinique pour la santé infantile, École de médecine de l'Université du Zhejiang, Hangzhou, Chine

Yan Zhang, Xiwang Liu, Chenchen Gong, Xuejun Cheng, Xiaoli Huang, Qixing Chen et Xuekun Li

Département d'anesthésiologie et de médecine de soins intensifs, Hôpital universitaire de Bonn, Bonn, Allemagne

Andrew Höft

Institut de médecine translationnelle, École de médecine, Université du Zhejiang, Hangzhou, Chine

Xuekun Li

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KZ, YW, SC, JM et XF ont conceptualisé et conçu le projet. KZ et YW ont mené des études de cytométrie en flux et effectué une analyse scRNA-seq. KZSC, JM, HY, CG et YZ ont réalisé des études in vivo. SC, JM, XL, YJ, XC et XH ont réalisé des expériences in vitro. YJ et SC ont effectué une analyse statistique des données. AH a fourni des informations et des conseils critiques. XF, XL, KZ, SC, QC et YW ont obtenu les données et rédigé le manuscrit. XF, XL et QC ont supervisé l'étude.

Correspondance à Qixing Chen, Xuekun Li ou Xiangming Fang.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Metabolism remercie Andres Hidalgo, José Ángel Nicolás et les autres évaluateurs anonymes pour leur contribution à l'évaluation par les pairs de ce travail. Rédacteur en chef de la manipulation principale : Ashley Castellanos-Jankiewicz, en collaboration avec l'équipe Nature Metabolism.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

ad, Images d'échocardiographie représentatives (a) et EF% (b), FS% (c) et CO (d) mesurés par échocardiographie chez des souris de type sauvage (WT) à l'état d'équilibre (SS), 1, 3, 7, et 21 jours après CLP (SS, n = 6 souris ; CLP 3 j, n = 6 souris ; CLP 7 j, n = 5 souris ; CLP 21 j, n = 6 souris). e,f, Graphiques montrant les niveaux de cTnI (e) et de LDH (f) dans le sérum. g,h, Graphiques montrant les niveaux d'ARNm d'Anp (g), Bnp (h) dans les tissus cardiaques ; n = 5-6 (e,f,g,h) souris pour chaque traitement. i, carte thermique montrant l'expression à l'échelle de 14 cytokines sélectionnées (ligne) sur 22 échantillons de lysat de tissu cardiaque (colonne), colorées par différentes conditions. En bh, chaque symbole représente un animal et les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par ANOVA unidirectionnelle suivie du test de comparaisons multiples de Games-Howell (bd, f) ou de Tukey (g), Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn (e, h). Les valeurs P exactes sont indiquées. Les résultats représentent quatre expériences indépendantes (bh).

Données source

a, parcelles de violon du nombre moyen d'identificateurs moléculaires uniques (UMI) (à gauche) et de gènes (à droite) de scRNA-seq à différents stades de la septicémie. Chaque point représente une cellule. b, tracés UMAP montrant l'expression de gènes marqueurs sélectionnés pour les types de cellules définis sur la figure 1c. c, tracés de violon montrant l'expression de gènes marqueurs sélectionnés dans tous les types de cellules définis correspondant à la figure 1c. d, Stratégie de déclenchement de la cytométrie en flux à 10 couleurs pour identifier divers types de cellules immunitaires dans les cœurs murins. e, Graphique montrant les pourcentages de cellules immunitaires cardiaques au cours de la progression de la septicémie (n = 4 à 5 souris pour chaque traitement). Chaque symbole représente un animal en e. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par ANOVA unidirectionnelle suivie du test de comparaisons multiples de Tukey, ns, non significatif. En e, les expériences ont été effectuées quatre fois.

Données source

a, tracés UMAP montrant l'expression de gènes marqueurs sélectionnés pour les sous-populations de monocytes-macrophages. b, Stratégie de déclenchement pour identifier les cellules Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+). c, graphique montrant les pourcentages de macrophages cardiaques CD163 + RETNLA + au cours de la progression de la septicémie (SS, n = 8 souris ; CLP 3 j, n = 8 souris ; CLP 7 j, n = 9 souris ; CLP 21 j, n = 10 souris). Chaque symbole représente un animal. Les barres montrent la moyenne ± SEM. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par ANOVA unidirectionnelle avec le test de comparaisons multiples de Games-Howell. d, images d'immunofluorescence représentatives montrant la présence de CD163 (vert), de CD68 (rouge) et de noyaux (bleu) dans les tissus cardiaques au cours de la progression de la septicémie. n = 6 souris par groupe. Barres d'échelle, 20 μm. Les valeurs P exactes sont indiquées. Les résultats représentent quatre expériences indépendantes (c, d). SS, régime permanent.

Données source

a, prédiction monocle de la trajectoire de développement du compartiment monocyte-macrophage avec pseudo-temps cartographié le long. b, expression génique définissant le cluster tracée le long du pseudo-temps, avec le cluster de Seurat cartographié le long. c, Illustration schématique du suivi de la lignée des cellules Mac1 chez les souris Cx3cr1CreERT2:Rosa26tdTom. d, Courbes de contour représentatives montrant l'expression de tdTomato (CX3CR1) sur les monocytes sanguins CD115 + CD11b + fermés, les macrophages cardiaques CD45 + CD11b + F4 / 80 +, les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + et graphique montrant les pourcentages de tdTomato -cellules marquées dans ces cellules (0 semaine, n = 4 souris ; 1 semaine, n = 5 souris ; 3 semaines, n = 5 souris ; 5 semaines, n = 2 souris ; 6 semaines, n = 3 souris). Les barres sont moyennes ± SEM. e, Graphiques de contour représentatifs montrant l'expression de Ki67 sur les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + fermés et graphique montrant les pourcentages de Ki67 exprimant dans les macrophages CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + à l'état d'équilibre (SS) , 3 jours et 7 jours après CLP. Chaque symbole représente un animal. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par ANOVA unidirectionnelle avec le test de comparaisons multiples de Games-Howell. Les valeurs P exactes sont indiquées. Les résultats représentent cinq (d) et deux (e) expériences indépendantes.

Données source

a, Parcelles volcaniques montrant le changement de pli de l'expression génique (axe des x, échelle log2) et la signification de la valeur p (axe des y, échelle -log10) dans le sous-ensemble Mac1 de l'état d'équilibre (SS) par rapport au sous-ensemble Mac2 (à gauche), sous-ensemble Mac3 (milieu) ou sous-ensemble Mac4 (droite) de 3 jours après CLP. Des gènes significatifs sélectionnés ont été marqués. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test U de Mann-Whitney. b, graphiques de violon montrant l'expression de Trem2 dans tous les types de cellules immunitaires définis correspondant à la figure 1c. c, Graphique montrant la quantification de l'intensité de fluorescence moyenne (MFI) de l'expression de TREM2 dans les macrophages cardiaques CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+ et CD45+CD11b+F4/80+(non-CD163+RETNLA+) à l'état d'équilibre et 7 jours post-CLP (n = 8 souris pour chaque groupe). Chaque symbole représente un animal. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn. d, tracés UMAP montrant les résultats de regroupement des cellules du compartiment monocyte-macrophage des cœurs des témoins de la même portée WT et des souris Trem2-KO à l'état d'équilibre et 3 jours après le CLP. Les monocytes-macrophages sous chaque condition sont sous-échantillonnés à 1000 cellules. Les sous-populations obtenues par Seurat étaient identiques à celles précédemment identifiées sur la figure 2a en fonction de leurs gènes marqueurs. e, Diagrammes à barres montrant la distribution en grappes des sous-ensembles de monocytes-macrophages chez les témoins de la même portée WT et les souris Trem2-KO à l'état d'équilibre et 3 jours après le CLP. f, graphique montrant les pourcentages de cellules immunitaires cardiaques chez les témoins WT et les souris Trem2-KO à 0, 3 et 7 jours après CLP (n = 4-5 souris pour chaque traitement). Chaque symbole représente une souris. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM, les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test U de Mann-Whitney, ns, non significatif. Les résultats représentent trois expériences indépendantes (c, f).

Données source

a, images TEM montrant des vésicules dans le cœur de souris WT 3 jours après CLP. b, images TEM montrant des vésicules mitochondriales interstitielles cardiaques (têtes de flèches rouges) de souris WT à l'état d'équilibre (SS) ou 3 jours après CLP. Graphique à barres montrant le nombre de mitochondries libres par champ de vision (FOV). Chaque symbole représente un FOV. Cinq champs de vision sont choisis au hasard pour le dosage de chaque animal (n = 3). c, Illustration schématique de la stratégie de déclenchement pour collecter des vésicules de cœur de souris. d, analyse par cytométrie en flux de vésicules purifiées colorées avec les sondes sélectives pour les mitochondries MitoTracker Green et MitoNIR (n = 3 par groupe). e, Potentiel de membrane mitochondriale dans les vésicules cardiaques et les fibroblastes en culture, évalué par les niveaux MFI de MitoNIR dans des conditions basales et en présence d'agents dépolarisants (FCCP) ou hyperpolarisants (Oligomycine) (n = 3-4 par groupe). f, images TEM représentatives pseudo-colorées de deux cellules mononucléaires (gris) prenant des vésicules contenant des mitochondries (marron) de cardiomyocytes (vert) de souris WT 7 jours après CLP. g, L'incorporation de la protéine tdTomato dérivée des cardiomyocytes dans les macrophages CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+, les macrophages CD45+CD11b+F4/80+ (non-CD163+RETNLA+) et les macrophages CD45+CD11b+F4/80-LY6C+ monocytes de souris αMHCCre/+ (témoin) et αMHCCre/+:Rosa26TdTom (CardRED) à SS et 7 jours après CLP (souris témoins, n = 4 ; CardRED SS, n = 5 ; CardRED CLP 7d, n = 8). h, L'incorporation de la protéine mt-Dendra2 dérivée des cardiomyocytes dans les macrophages CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+, les macrophages CD45+CD11b+F4/80+(non-CD163+RETNLA+) et les macrophages CD45+CD11b+F4/80 -Monocytes LY6C+ de souris αMHCCre/+ (contrôle) et αMHCCre/+:mtD2Flox/Flox (MitoCard) à SS et 7 jours post-CLP (souris contrôle, n = 4 ; MitoCard SS, n = 6 ; MitoCard CLP 7d, n = 6). i, Proportions de cellules TUNEL + et TUNEL + cTnI + dans les cœurs de souris WT à SS et 3 jours post-CLP (n = 6 souris par groupe). Toutes les barres d'échelle sont indiquées dans les images. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM (b,e,g,h,i). Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test U de Mann-Whitney (b) ou par Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn (e, g, h, i). Les résultats représentent trois (a,b,d,gi) et deux (e,f) expériences indépendantes.

Données source

a, Illustration schématique des mitochondries des cardiomyocytes marquées avec le virus AAV9-Tnnt2-mt-Keima. Panneau de droite montrant les signaux de fluorescence mt-Keima dans le cœur des souris WT aux semaines 0, 3 et 6 après l'infection virale respectivement. Les mitochondries marquées par Keima étaient indiquées par une fluorescence différente dans des environnements neutres (Keima 458 nm; vert) et acides (Keima 561 nm; rouge). Barres d'échelle, 20 μm. b, diagrammes de dispersion montrant les niveaux d'expression moyens (échelle log10 (FPKM + 1)) des populations totales de macrophages des témoins de la même portée WT (axe y) et des souris Trem2-/- (axe x). c, parcelles de violon montrant l'expression du gène endocytaire sélectionné dans le macrophage total des témoins de la même portée WT et des souris Trem2-/-. d, Protocole d'étude de la greffe de moelle osseuse de donneurs WT ou Trem2-/- chez des souris receveuses CardRED. e, f, images TEM représentatives montrant des vésicules mitochondriales interstitielles cardiaques de souris WT et Trem2-/- à l'état d'équilibre (f) et 7 jours après CLP (e), barres d'échelle, 5 μm. Graphique à barres montrant la quantification du nombre de mitochondries libres par champ de vision (FOV). Chaque symbole représente un FOV (n = 3 souris pour chaque traitement). Cinq champs de vision sont choisis au hasard pour le dosage de chaque animal. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM (e, f). Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test U de Mann-Whitney (e, f). Les résultats représentent deux expériences indépendantes (e, f).

Données source

ai, WT et Trem2-/- souris ont été soumises à CLP et la fonction cardiaque a été examinée à l'état d'équilibre (SS) et 3, 7 et 21 jours après CLP. Graphique montrant FS % (a) ; CO (b) mesuré par échocardiographie ; Graphique montrant les niveaux de LDH dans le sérum (c) ; Graphiques montrant les niveaux d'ARNm de Anp (d), Bnp (e), Tnfα (f), Il-1β (g), Ccl2 (h) et Il-6 (i) dans les lysats de tissu cardiaque (ab, n = 7– 8 souris ; c, n = 6-8 souris ; di, n = 6-7 souris pour chaque traitement). j, Protocole d'étude de la greffe de moelle osseuse (GMO) de donneurs WT et Trem2-/- (fond CD45.2) chez des receveurs WT (fond CD45.1). k, Courbes de contour représentatives des expressions CD45.1 et CD45.2 sur le sous-ensemble fermé CD45 + CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + Mac1 chez les souris receveuses 1, 3, 5 et 8 semaines après BMT. l, Graphique montrant les pourcentages de cellules CD45.2 + dans le sous-ensemble CD11b + F4 / 80 + CD163 + RETNLA + Mac1 après BMT (n = 4-7 souris pour chaque groupe). m, Courbes de contour représentatives de l'expression de TREM2 sur CD45 + CD11b fermé +F4/80+CD163+ macrophages dans les cœurs des chimères WT→WT (Trem2+/+Ch) et des chimères Trem2-/-→WT (Trem2-/-Ch) 8 semaines après BMT. Graphique montrant les niveaux d'ARNm Trem2 dans les lysats de tissu cardiaque (n = 6 souris pour chaque groupe). n, graphiques montrant les niveaux d'ARNm d'Anp et de Bnp dans les lysats de tissu cardiaque 7 jours après CLP (n = 11 souris pour chaque groupe). o, Graphiques montrant les niveaux d'ARNm de Tnfα, Il1β, Ccl2 et Il6 dans les lysats de tissu cardiaque 7 jours après CLP (n = 11 souris pour chaque groupe). Chaque symbole représente un animal. Toutes les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Les valeurs P bilatérales ont été déterminées par le test U de Mann-Whitney (ai, mo) ou par Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn (l). Les résultats représentent au moins quatre (ai,l) et trois (mo) expériences indépendantes.

Données source

a, des cellules TREM2hi Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+) et des cellules non-Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+ et non-CD163+RETNLA+) ont été isolées de souris CD45.1. Des cellules Mac1 ou non Mac1 (2 × 105 cellules par souris) ont été mélangées avec du Matrigel (MG) et transplantées dans le cœur de souris CD45.2, respectivement. Sept jours après la transplantation, les macrophages du cœur des receveurs (CD45.2) ont été analysés par cytométrie en flux. b,c, Graphiques montrant les pourcentages de cellules totales Mac1 (b) et CD45.1+ Mac1 (c) dans les populations CD45+ des cœurs des receveurs (CD45.2) à 1, 3 et 7 jour(s) après la cellule transplantation, respectivement (n = 6 souris pour chaque traitement). d,e, Graphiques montrant les pourcentages de cellules non-Mac1 (d) et CD45.1+ non-Mac1 (e) totales dans les populations CD45+ du cœur des receveurs (CD45.2) à 1, 3 et 7 jours ) après la transplantation cellulaire, respectivement (n = 5-6 souris pour chaque traitement). f,g, des cellules TREM2hi Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+) et des cellules non-Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+ et non-CD163+RETNLA+) ont été obtenues à partir du cœur de souris WT par FACS et coloré par CMTMR. Ensuite, les deux types de cellules (2 × 105 cellules/souris mélangées avec du Matrigel) ont été respectivement injectées dans la cavité péricardique des souris receveuses immédiatement après CLP. f, Images d'immunofluorescence représentatives montrant les cellules transplantées dans l'épicarde (Epi), l'intermyocarde (Inter) et l'endocarde (Endo) des souris receveuses 3 jours après la transplantation cellulaire. Signaux CMTMR (rouges) indiquant les cellules Mac1 ou non-Mac1 ; couche épicardique (EL); myocarde (Myo); couche interne (IL). Barre d'échelle, 20 μm. g, images d'immunofluorescence représentatives montrant les cellules Mac1 marquées CMTMR transplantées chez des souris MitoCard à 3 jours après CLP. Images de reconstruction 3D de la zone en pointillés, illustrant les mitochondries dérivées des cardiomyocytes (mtDendra2+, vert) présentées dans les cellules transplantées (CMTMR+, rouge). Les noyaux sont représentés en bleu (DAPI). Barre d'échelle, 10 μm. n = 6 souris par groupe (f, g). Les barres montrent la moyenne ± SEM, les valeurs P bilatérales ont été déterminées par ANOVA unidirectionnelle avec comparaisons multiples (be). Les résultats représentent quatre (be) et deux (f,g) expériences indépendantes.

Données source

a, Illustration schématique de la transplantation de cellules Mac1 chez des souris Trem2-/-. Les cellules Mac1 (CD45+CD11b+F4/80+CD163+RETNLA+) isolées de souris WT et Trem2-/- ont été respectivement mélangées avec du Matrigel (MG), puis transplantées dans la cavité péricardique de souris Trem2-/- (2× 105 cellules/animal) immédiatement après CLP. Les souris témoins ont reçu une injection de MG uniquement. Les souris ont été analysées 3 ou 7 jours après la transplantation. bd, graphiques montrant EF % (b), FS % (c) et CO (d) mesurés par échocardiographie. e,f, Graphiques montrant les niveaux de cTnI (e) et de LDH (f) dans le sérum. g,h, Graphiques montrant les niveaux d'ARNm d'Anp (g) et de Bnp (h) dans les lysats de tissu cardiaque. i, j, Graphiques montrant les niveaux d'ARNm de Tnfα, Il1β, Ccl2 et Il6 dans les lysats de tissu cardiaque à 3 (i) et 7 (j) jours après CLP. k, graphique montrant la teneur en ATP dans les lysats de tissu cardiaque. l, Graphiques montrant les niveaux de lactate sérique. bl, chaque symbole représente un animal (n = 6 souris pour chaque traitement). Toutes les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Valeurs P bilatérales de Kruskal-Wallis avec le test de comparaison multiple de Dunn, ns, non significatif. m, Diagramme schématique montrant les mitochondries dérivées des cardiomyocytes TREM2hi Mac1 phagocytoses protégeant le cœur septique. scRNA-seq découvre un sous-ensemble de macrophages cardiaques qui expriment fortement TREM2 et CD163 ; La septicémie stimule la libération de mitochondries massivement dérivées de cardiomyocytes ; Les cellules TREM2hi Mac1 récupèrent les mitochondries défectueuses et protègent le cœur septique. Les résultats représentent deux (bl) expériences indépendantes.

Données source

Tableaux supplémentaires 1 à 3 et légendes des vidéos supplémentaires 1 à 6.

La septicémie induit la libération d'exophères dérivés des cardiomyocytes. La reconstruction 3D de tranches de cœur de souris CardRED montre la présence de mitochondries (Tom20, cyan) dans des exophères dérivés de cardiomyocytes (rouge) et l'accumulation d'exophères Tomato+ colocalisés avec Tom20 dans des cœurs septiques.

Les cellules Mac1 absorbent les exophères cardiaques contenant des mitochondries dans le SICM. Reconstruction 3D des tranches de cœur de souris CardRED. Les cellules Mac1 (TREM2, vertes) ont phagocyté les exophères dérivés des cardiomyocytes (rouge). Les exophères dans les cellules Mac1 comprenaient des mitochondries (Tom20, blanc).

Transfert de mitochondries dérivées de cardiomyocytes vers des cellules Mac1. Reconstruction 3D des tranches de cœur de souris MitoCard. Les cellules Mac1 (TREM2, rouge) ont absorbé des mitochondries dérivées de cardiomyocytes (mtDendra2, vert).

Mitochondries dérivées de cardiomyocytes traitées avec des phagolysosomes LAMP1 + dans des cellules Mac1. Reconstruction 3D des tranches de cœur de souris MitoCard. Mitochondries dérivées des cardiomyocytes (mtDendra2, vert) phagocytées par les cellules Mac1 (TREM2, rouge) partiellement localisées dans les lysosomes (LAMP1, blanc).

Le déficit en Trem2 altère l'absorption des mitochondries dérivées des cardiomyocytes par le sous-ensemble Mac1 dans le cœur septique. Partie 1 : Illustration schématique des mitochondries des cardiomyocytes marquées avec le virus AAV9-Tnnt2-mt-Keima. Les mitochondries marquées par Keima étaient indiquées par une fluorescence différente dans des environnements neutres (Keima 458 nm, vert) et acides (Keima 561 nm, rouge). Partie 2 : La reconstruction 3D a montré que les macrophages TREM2+ (vert) captaient des mitochondries dérivées de cardiomyocytes (mtKeima-458, cyan) et certaines mitochondries dans un environnement acide (mtKeima-561, rouge) dans le cœur d'AAV9-Tnnt2-mt-Keima -souris infectées. Partie 3 : Les macrophages CD163+ (verts) ont absorbé des mitochondries dérivées de cardiomyocytes (mtKeima-458, cyan ; mtKeima-561, rouge) dans le cœur de souris WT et Trem2−/− infectées par AAV9-Tnnt2-mt-Keima.

Les cellules Mac1 transplantées engloutissent les mitochondries dérivées des cardiomyocytes dans le SICM. Reconstruction 3D des tranches de cœur de souris MitoCard. Les cellules Mac1 injectées (CMTMR, rouges) ont phagocyté les mitochondries dérivées des cardiomyocytes (mtDendra2, vert).

Données de séquençage d'ARN unicellulaire et données de source statistiques.

Données sources statistiques.

Données de séquençage d'ARN unicellulaire et données de source statistiques.

Données sources statistiques.

Données de séquençage d'ARN unicellulaire et données de source statistiques.

Données sources statistiques.

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Réimpressions et autorisations

Zhang, K., Wang, Y., Chen, S. et al. Les macrophages résidents TREM2hi protègent le cœur septique en maintenant l'homéostasie des cardiomyocytes. Nat Metab 5, 129–146 (2023). https://doi.org/10.1038/s42255-022-00715-5

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Reçu : 04 février 2022

Accepté : 22 novembre 2022

Publié: 12 janvier 2023

Date d'émission : janvier 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s42255-022-00715-5

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